Procedimiento

PROCEDIMIENTO DE HEMATOLOGÍA
PROCEDIMIENTO DE HEMATOLOGÍA EDICIÓN: 0 2013-11-08
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1. OBJETIVO
1. OBJETIVO
Coadyuvar al diagnóstico de patologías con alteraciones en las tres series sanguíneas,
mediante la medición del número, volumen y características morfológicas de glóbulos blancos,
glóbulos rojos y plaquetas tanto de sus formas maduras como de las inmaduras.
2. ALCANCE
Este procedimiento abarca desde la extracción sanguínea el análisis automatizado en el
Contador hematológico SYSMEX 1800 i y la confirmación manual de valores patológicos.
3. DEFINICIONES
Referirse al manual de usuario de SYSMEX 1800i
4. RESPONSABILIDADES
- Analista
- Médicos Patólogo Clínicos
5. PROCEDIMIENTO
5.1. TOMA DE LA MUESTRA, PREPARACIÓN DEL PACIENTE:
a) Evitar la tensión todo lo posible debido a que las alteraciones fisiológicas alteran los
valores.
b) Tanto la deshidratación como la sobre hidratación afectan en forma considerable los
valores.
c) No es necesario el ayuno, sin embargo los alimentos con un alto contenido en grasas
alteran los resultados.
5.2. SELECCIÓN DEL SITIO DE PUNCIÓN
5.3. PUNCION VENOSA (VER VIDEO ADJUNTO)
La punción venosa permite extraer una mayor cantidad de sangre para las pruebas
necesarias. Las venas de elección suelen ser las de la cara anterior del antebrazo porque
resulta fácil acceder a ellas. Las cifras hemáticas permanecen constantes
independientemente del sitio de punción.

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5.4 METODOLOGÍA:
a) Coloque el torniquete 4 dedos más arriba de la parte superior del brazo para producir
congestión venosa.
b) Pida al paciente que abra y cierre el puño varias veces.
c) Escoja una vena accesible.
d) Limpie el sitio de punción y séquelo con una gasa o algodón estéril.
e) Puncione la vena según la técnica descrita.
f) Una vez que penetra en la vena, la sangre llena los tubos aspiradores
automáticamente por la presión negativa dentro del tubo.
g) Retire el torniquete.
h) Extraiga la aguja y aplique presión y una cinta adhesiva estéril en el sitio de la punción.
i) El conservador o anticoagulante que se añade al tubo depende de la prueba.
5.5. OBTENCIÓN DE MUESTRAS DE SANGRE EN BEBÉS
 Si la punción de la vena del antebrazo del bebé no es viable, se pueden recolectar
muestras de sangre en la punción del talón de uno de los pies.
 Debe sujetarse firmemente el pie del paciente, aplicar algo de presión en el talón del
mismo y esperar a que haya congestión venosa evidente.
 Realizar la punción con la lanceta estéril desechable y recolectar las gotas de sangre en
tubo, en capilar o simplemente colocarlas en una lámina portaobjetos, según sean las
necesidades.

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5.6 Analizador hematológico Sysmex XT-1800i™
Hemograma y conteos de células de fluidos corporales
21 parámetros reportables en sangre
total
Hemograma con diferencial de 5 partes
Diferencial de 6 partes con IG % y # opcional
2 parámetros reportables en fluidos
corporales
WBC-BF y RBC-BF
Linealidad de sangre total WBC: 0 - 440.00 x 10
3
/μL
RBC: 0 - 8.00 x 10
6
/μL
PLT: 0 - 5,000 x 10
3
/μL
Linealidad de fluidos corporales WBC-BF: > 0.050 x 10
3
/μL
RBC-BF: > 0.01 x 10
6
/μL
Rendimiento En modo de sangre total: 80 muestras/hora (máx.)
En modo para fluidos corporales: 30
muestras/hora (máx.)
Volúmenes de muestra En modo cerrado: 150 μL
En modo abierto: 85 μL
En modo capilar: 40 μL
Soluciones de tecnología avanzada para cumplir con las necesidades de su laboratorio
El analizador hematológico automatizado Sysmex XT-1800i utiliza el poder de las tecnologías
de citometría de flujo fluorescente y tecnologías de enfoque hidrodinámico. Utilizando un
exclusivo diodo láser con tecnología de vanguardia, la citometría de flujo fluorescente de
Sysmex proporciona la sensibilidad necesaria para medir y diferenciar tipos celulares en
muestras de sangre total y de fluidos corporales. La tecnología de fluorescencia y enfoque
hidrodinámico, permite al analizador XT-1800i diferenciar consistentemente poblaciones
normales de leucocitos, eritrocitos y plaquetas de las anormales disminuyendo así el número

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de intervenciones manuales. La tecnología del XT-1800i proporciona parámetros reportables
clínicamente relevantes.
Estándar
 Conteos reportables de leucocitos y eritrocitos para todos los tipos de muestras de fluidos
corporales comunes (líquido cefalorraquídeo, sinovial y serosos)
Opcional
 El conteo de granulocitos inmaduros (IG% y #) ofrece resultados reportables y cuantitativos de
metamielocitos, mielocitos y promielocitos
o Reduce las tasas de falsos positivos y falsos negativos
o Obtenga resultados consistentes reduciendo las variaciones entre tecnólogos al reportar
diferenciales manuales
Métodos del análisis automatizado de la sangre y líquidos corporales.
Eritrocitos y plaquetas - Los eritrocitos y plaquetas son contados en un canal exclusivo que
utiliza como método de detección la impedancia o corriente directa con la tecnología de
enfoque hidrodinámico para disminuir la coincidencia y recirculación. Discriminadores
automáticos separan las dos poblaciones celulares basados en algoritmos complejos. La
intensidad del pulso eléctrico de cada eritrocito analizado es proporcional al volumen celular. El
hematocrito (HCT) es determinado directamente basado en el conteo y detección del volumen
de cada eritrocito. Aun en muestras con concentraciones extremadamente bajas o altas, los
contadores celulares de Sysmex analizan a los eritrocitos y plaquetas con gran precisión y
exactitud.

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Análisis de hemoglobina - El método de lauril sulfato de sodio (SLS por
sus siglas en inglés) de Sysmex para el análisis de hemoglobina es un
método libre de cianuro. La hemoglobina es determinada en un canal
separado, minimizando la interferencia por concentraciones altas de
leucocitos.
Citometría de flujo fluorescente - La citometría de flujo tradicional es
considerada el mejor método para la diferenciación de poblaciones celulares.
Utiliza colorantes de polimetina, altamente específicos.
Diferencial leucocitario - El marcado fluorescente es un hito para el diferencial leucocitario de
rutina. La medición de la fluorescencia revela la proporción núcleo-citoplasma de cada célula
teñida, permitiendo a los analizadores de la serie XT diferenciar 6 poblaciones reportables de
leucocitos. La combinación de dispersión lateral (complejidad celular interna), dispersión frontal
(volumen) y fluorescencia de los ácidos nucleicos determina la clasificación de cada leucocito.
La serie XT utiliza un sistema de análisis adaptativo de grupos celulares (ACAS por sus siglas
en inglés) en vez de discriminadores convencionales para separar poblaciones celulares en
grupos bien definidos. Esta medida tridimensional de leucocitos proporciona un diferencial
preciso y exacto aun en muestras altamente patológicas.
5.7 CONFIRMACIÓN MANUAL
NOMBRE VALORES DE REFERENCIA PÁNICO
REALIZAR FROTIS
(CONFIRMACIÓN MANUAL)
LEUCOCITOS 4.50 – 10.000 > 20.000
NEUTRÓFILOS 2.2 – 7.00 < 1.0
LINFOCITOS 1.10 – 4.00 < 1.0
MONOCITOS 0.3 – 0.90
EOSINÓFILOS 0.4 – 0.70 > 1.5
BASÓFILOS 0.01 – 0.09 > 0.2
RECUENTO DE GLÓBULOS
ROJOS
4.2 – 5.4
HEMOGLOBINA 12.5 – 16.2 MUJERES < 10.0 ó > 20.00

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14.9 – 18.0 HOMBRES
HEMATOCRITO 37.9 – 47.0
VOLUMEN CORPUSCULAR
MEDIO
81.00 – 99.00 < 80.0
CONCENTRACION DE
HEMOGLOBINA
CORPUSCULAR MEDIA
27.0 – 31.2 < 25.0
CONCENTRACION
CORPUSCULAR MEDIA DE
HEMOGLOBINA
32.0 – 36.0
ANCHO DE DISTRIBUCIÓN
DE GLOBULOS ROJOS
11.5 – 15.5 > 17.0
PLAQUETAS 130.000 – 450.000 < 100.000
VOLUMEN MEDIO
PLAQUETARIO
7.4 – 10.4 > 10.5
ALERTAS EN EL EQUIPO
WBC
Blast? Blast? FROTIS
Imm Gran? Immature Grant? FROTIS
Left shift? Left Shift? FROTIS
Atypical Ly? Atypical Lympho? FROTIS
NRBC? Eritroblastos? FROTIS
Abn Ly/Bla? Abn Lympho/Blast? FROTIS
PLT
PLT Clumps? PLT Clumps? FROTIS
PLT C(S)? PLT Clumps? FROTIS

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5.8 VELOCIDAD DE SEDIMENTACIÓN GLOBULAR (VSG)
 Cargar el tubo WINTROBE con sangre total con EDTA con la cánula de carga hasta la
marca de 0
 Colocar en el soporte para tubos WINTROBE para que quede completamente vertical.
 Leer a la hora que tanto han descendido los glóbulos rojos
5.9 CONTEO CON LA CÁMARA DE NEUBAUER
Utilizarla para contar glóbulos rojos, glóbulos rojos y plaquetas sea en sangre periférica o en
líquidos corporales.
a) PREPARACIÓN DE LA MUESTRA se debe preparar la muestra para que el conteo celular
sea de 250.000 a 1´000.000 /ml.
b) CARGA DE LA CÁMARA. Colocarla en una superficie plana y de la dilución preparada tomar
10ul con una pipeta y cargar la cámara en los bordes superior o inferior de la misma.
c) CONTEO DE CÉLULAS. Colocar la cámara en el microscopio y enfocar con lente de 40X.
Para lectura de glóbulos blancos utilizar los cuadrados señalados en la figura 1 de la parte
inferior. Para lectura de los glóbulos rojos y plaquetas utilizar los cuadrados pequeños del
centro señalados en la figura 2.

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FIGURA 1. CONTAR EN LOS 4 CUADRADOS GRANDES LOS LEUCOCITOS.
d) Reporte de resultados: cada cuadrado grande de la cámara mide 1mm x 1mm x 0.1mm.
1. Para conteo de glóbulos blancos: Contar los 4 cuadrados grandes (figura 1). El número de
células contadas multiplicar por 2.5
2. Para conteo de glóbulos rojos contar los 5 cuadraditos marcadas con color rojo en la figura 2.
El número de glóbulos rojos contados multiplicar por 50.
LEUCOCITOS
LEUCOCITOS
LEUCOCITOS
LEUCOCITOS

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FIGURA 2 CONTEO DE ERITROCITOS Y PLAQUETAS
Para que no exista confusión al contar las células se debe
contar todas las que se encuentran hasta el borde superior y
lateral izquierdo, sin contar las que se hallan en la línea del
borde inferior y lateral derecho. Proceder este conteo en
varios cuadrados pequeños en zig zag sin pasar dos veces
por el mismo sitio.
3. Para conteo de plaquetas contar en los 5 cuadraditos marcadas con color rojo en la figura
2. El número de plaquetas contadas multiplicar por 50.
Una vez que tenemos el número en promedio de células contadas, debemos reportar #
células/mm3.
Si se analiza un líquido turbio podemos realizar una dilución. El número de células contadas
multiplicar por el factor de dilución y reportar #células/mm3.
CONTAR 5 CUDRADOS MEDIANOS ERITROCITOS Y PLAQUETAS

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5.10 RETICULOCITOS:
Preparación de la muestra: 20 ul de sangre total + 20 ul de azul de cresil brillante = esperar
30 minutos a temperatura ambiente y realizar el frotis respectivo para el contaje.
Contaje de reticulocitos: Contar 10 campos de 100 eritrocitos todos los reticulocitos que se
encuentren. Este valor dividir para 10 y reportar en porcentaje.
Corrección de contaje de reticulocitos:
% no corregido x Hcto del paciente / 45 (hombres)
% no corregido x Hcto del paciente/ 40 (mujeres)
Índice de producción de reticulocitos: Porcentaje corregido
Tiempo de circulación
HEMATOCRITO
DEL PACIENTE
TIEMPO DE CIRCULACIÓN
DÍAS
>40% 1
30 a 40 % 1.5
20 a 30 % 2
< 20 % 2.5

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5.11 CONTAJE DE ERITROBLASTOS:
Contar todos los eritroblastos y leucocitos en campos de 100 eritrocitos. Contabilizar todos los
eritroblastos y leucocitos hasta que encontremos 100 leucocitos aparte del conteo de
eritroblastos.
Ejemplo: Si cuento 30 eritroblastos, debo contabilizar en el conteo total del piano hasta el 130 y
reporto 30 eritroblastos/100 leucocitos.
Corrección de la fórmula leucocitaria en presencia de eritroblastos: Corregir el número de
leucocitos cuando el conteo de eritroblastos sea >10
Corrección de # leucocitos: # leucocitos x 100 = # leucocitos corregidos
100 + # eritroblastos contados
6. REGISTROS RELACIONADOS
- Registro de incidentes preanalíticos
- Registro de incidentes analíticos de hematología
- Registro de desechos
7. LITERATURA DE REFERENCIA
- Hemograma como hacer e interpretar. Raimundo Antonio Gómez Oliveira. Amolca
Actualidades médicas. Edición original año 2011.
- Manual del usuario del Analizador hematológico Sysmex XT-1800i™
- Joan Luis Vives, Josep Luis Aguilar. Manual de Técnicas de laboratorio en hematología.
Masson, S.A. 2da. Edición.

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