1. GUIA PRÁCTICA DE FARMACOGNOSIA
FACULTAD DE MEDICINA HUMANA Y CIENCIAS DE LA SALUD
ESCUELA PROFESIONAL DE FARMACIA Y
BIOQUÍMICA
MANUAL PRÁCTICO D E LABORATORIO
de
FARMACOGNOSIA
Autor: Lic Q.F. Sháneri Marcilla Truyenque
Magister en Microbiología Clínica
AREQUIPA – PERÚ
2012

2. INDICE DEL CONTENIDO
Práctica N°1: Manejo De La Información Bibliográfica En Farmacognosia
Práctica N°2: Evaluación Macroscópica Y Microscópica De Drogas Vegetales
Práctica N°3: Identificación De Metabolitos Secundarios
Práctica N°4: Métodos De Extracción De Productos Naturales
Práctica N°5: Evaluación De Carbohidratos
Práctica N°6: Análisis De Alcaloides
Práctica N°7: Evaluación De Aceites Esenciales
Práctica N°8: Análisis De Flavonoides En Plantas
Práctica N°9: Analisis Quinonas Antraquinonas
Práctica N°10: Análisis Cumarinas
Práctica N°11: Análisis Taninos
Práctica N°12: Detección De Adulteraciones Y/O Falsificaciones En Drogas En Polvo
Práctica N°13:Extracción Y Separación De Principios Activos En Plantas Medicinales
Mediante Cromatografía En Capa Fina
Práctica N°14:Práctica Especial: Presentación De Alternativas De Solución A La
Problemática Relacionada Con El Uso Inadecuado De Las Plantas Medicinales, Como
Proyección A La Comunidad De Los Futuros Profesionales En Tecnología En
Regencia De Farmacia.

3. PRÁCTICA N° 1
MORFOLOGÍA VEGETAL INTERNA Y EXTERNA
OBJETIVOS
1. Reconocer tejidos y estructuras vegetales internas utilizando el microscopio, sobre
cortes histológicos previamente preparados, de raíz, tallo y hojas en plantas
monocotiledóneas y dicotiledóneas.
2. Diferenciar estructuras vegetales externas en: raíz, tallo, hojas y flores de plantas
monocotiledóneas y dicotiledóneas.
INTRODUCCIÓN
La morfología vegetal es la parte de la botánica que estudia las formas y estructuras
de las diferentes partes del cuerpo de la planta teniendo en cuenta aspectos
histológicos y fisiológicos en el proceso de modificación y transformación que
experimentan.
METODOLOGÍA
Para el desarrollo de la práctica se divide el estudio en:
1. Aspectos externos ( cuerpo de la planta)
2. Aspectos internos ( Histología )
MORFOLOGIA EXTERNA
1. Cuerpo de la planta
El cuerpo de una planta está conformado por dos sistemas:
a) Sistema caulinar o de vástago, que comprende: tallos, ramas, hojas y flor.
b) Sistema radical: formado por raíces, generalmente subterráneas o terrestres y
umergidas ó acuáticas.

4. 1. SISTEMA CAULINAR O DE VÁSTAGO

5. ASPECTOS INTERNOS:
Histología estructura interna del tallo de una planta monocotiledonea
ESTRUCTURA INTERNA DEL TALLO DE UNA PLANTA DICOTILEDONEA

6. DIAGRAMA DE LA ESTRUCTURA INTERNA DEL TALLO DE UNA
PLANTA DICOTILEDÓNEA

7. Cuestionario
Grafica y describe las diferentes clases de tallos que existen en la naturaleza y su
clasificación.
De acuerdo con las características morfológicas externas observadas en las plantas
asignadas, clasificarlas y consignar la información correspondiente según el siguiente
modelo de tabla para su evaluación.
ACTIVIDAD A DESARROLLAR
El profesor pondrá a disposición de los estudiantes una serie de placas
previamente preparadas en las cuales deben identificar utilizando el
microscopio las estructuras internas de tallos de plantas monocotiledóneas y
dicotiledóneas.
Nota: dibujar las estructuras claramente diferenciadas de cada uno de los
cortes observados para su evaluación.

8. PRÁCTICA N°2
EVALUACIÓN MICROSCÓPICA DE DROGAS VEGETALES
OBJETIVOS
1. Reconocimiento macroscópico de Drogas vegetales
2. Reconocimiento microscópico de drogas Vegetales: elementos de valor
diagnóstico en la Identificación de drogas vegetales
a. Cristales
b. Elementos conductores
c. Granos de almidón (féculas)
d. Células epidérmicas con estomas
e. Células de parénquima
f. Células de súber
g. Células de esclerénquima: células pétreas y fibras
h. Pelos
INTRODUCCION
Para el reconocimiento de una droga, disponemos de una serie de características
como son:
caracteres morfológicos: forma, tamaño, color y forma de las hojas, de
Los frutos...
caracteres organolépticos: olor, sabor, color.
Pero el estudio macro morfológico no siempre es posible ya que con frecuencia la
droga a reconocer llega ya pulverizada y en muchos casos en pequeña cantidad. Por
otra parte los caracteres organolépticos no son suficientes para la identificación de una
droga, por lo que en estos casos es necesario recurrir al examen microscópico para
poder identificarla correctamente.
El estudio microscópico de las drogas tiene un amplio interés práctico en el campo de
la Farmacognosia, y por tanto de la Farmacia, y permite resolver problemas que con
frecuencia se plantean en este ámbito profesional, entre otros:
Identificación de drogas expedidas en forma pulverizada
Detección de posibles adulteraciones
Completar la identificación de drogas no pulverizadas cuando los datos
morfológicos y organolépticos no son suficientes.
METODOLOGÍA
OBSERVACION MICROSCOPICA
La observación microscópica debe hacerse con paciencia y meticulosidad,
examinando distintos campos detenida y ordenadamente, ya que no es posible la
observación en un solo campo de todos los elementos necesarios para la
identificación.
Uso del microscopio: Indicamos algunas normas generales de orden práctico, relativas
a su manejo:
Limpieza de lentes: Antes de comenzar a trabajar con un microscopio, debe
realizarse una inspección del estado de limpieza: lente frontal de cada objetivo,
lente superior del ocular, condensador y espejo.
Aumentos a emplear: Los aumentos comúnmente empleados para estos
trabajos son de 10X y 40X. Es conveniente recordar que no por ver las cosas
muy aumentadas, se ven mejor. La nitidez e intensidad de la imagen y la
extensión abarcada en el campo de la preparación son mayores empleando
objetivos débiles que fuertes. Por lo que emplearemos habitualmente el de 10X
para el examen general de la preparación y el de 40X, solo si queremos
apreciar mejor algún detalle de la misma.
Enfoque:

9. o Iluminación: En general se utilizara el espejo cóncavo para la
iluminación artificial. El espejo plano suele utilizarse para la luz natural.
Accionando el espejo elegido es fácil conseguir la iluminación del
campo del microscopio.
o Enfoque propiamente dicho: Con el tornillo de paso rápido se hace
descender el tubo hasta que la lente frontal del objetivo quede cerca de
la preparación sin llegar en ningún momento a tocarla, lo que se
comprobara por visión lateral, nunca mirando por el ocular. A partir de
este momento se comienza el enfoque propiamente dicho.
Montaje de la preparación: Antes de realizar el montaje hay que comprobar la
limpieza de portas y cubres. Se pueden hacer dos tipos de preparaciones:
o Extemporáneas: Se montan en agua. Para el montaje se pone sobre el
porta una gota de agua y sobre ella se coloca con cuidado el polvo de la
droga, tomando una pequeña cantidad del mismo con una esquina del
cubre y espolvoreándolo de forma que apenas llegue a cubrir la
superficie superior a la gota. Se remueve esta con la esquina del cubre
para que el polvo quede impregnado por el liquido. Se toca el borde de
la gota con una de las aristas del cubre, se resbala esta sobre el porta
para extender convenientemente la gota y se deja caer sobre ella con
suavidad el cubre. Si hubiera exceso de liquido que rebosa fuera del
cubre, se eliminara absorbiéndolo con papel de filtro. Si por falta de
liquido queda parte de la preparación seca, bastara poner en uno de los
bordes del cubre una gota de agua y esta penetrara por capilaridad.
o Duraderas o definitivas: Se suelen hacer con glicerol-gelatina que
permite hacer preparaciones definitivas en muy pocos minutos y
permiten conservarlas durante largo tiempo. Previamente al montaje,
fundimos la glicerogelatina por inmersión en un baño de agua templada
y a continuación se opera como en el caso anterior.
Reactivos:
Emplearemos reactivos de dos tipos:
Aclarantes: Facilitan la observación microscópica de los elementos en estudio,
por hacerlos más transparentes:
 Agua
 Glicerina
 Hidrato de cloral
 Mezcla aclarante
De coloración: Hacen más patentes determinadas estructuras, parte de ellas o
contenidos celulares, bien por ser tenidos selectivamente del color del propio
reactivo o bien por dar lugar a nuevas coloraciones distintas a la del reactivo:
Específicos:
Agua de lodo: Colorea los granos de fécula o almidón de azul oscuro
Sudan III: Colorea las grasas de rojo anaranjado
Floroglucina +HCI: colorea la Lignina de rojo
GENERALES
Cloroyoduro de Zinc: Colorea la celulosa de violeta, la fécula de azul y la
lignina de amarillo.
Reactivo universal de Steinmetz: colorea la lignina de amarillo, las grasas de
rojo anaranjado, las féculas de violeta y los taninos de azul o verde
3. ELEMENTOS DE VALOR DIAGNÓSTICO EN LA IDENTIFICACIÓN DE DROGAS
VEGETALES
Cristales
Oxalato cálcico: Se denominan cristolitos y se encuentran en la base ensanchada de
ciertos pelos, característica de algunas especies vegetales (Cañamo indiano)

10. Se puede presentar de diferentes formas según la droga de que se trate, las formas
pueden ser:
Aciculares: Se denomina Rafidios y pueden encontrarse:
o Aislados
o Agrupados
 Paquete
 Estrella
 Haz
Prismáticos
Cristales agrupados en forma de rosetas: Drusas
Cristales arenáceos
Aislados Paquetes Estrella Haz
Prismáticos Uraceas Arenáceas Rosetas
Elementos conductores: vasos y traqueidas
Los vasos y traqueidas son elementos constitutivos del xilema de lo vegetales, el
principal tejido conductor de una planta, que está formado por fibras, parénquima y
elementos conductores (vasos y traqueadas) y está asociado al floema, tejido
conductor de sustancias alimenticias.
Morfológicamente son estructuras alargadas, con las paredes transversales
reabsorbidas. Las paredes laterales están ligeramente lignificadas y engrosadas no
uniformemente, originándose espesamientos de distintos tipos, que son los que dan
lugar a las distintas denominaciones que reciben.
Vasos:
Anillados
Espiralados
Reticulados
Escalariformes
Punteados
Traqueidas:
Puntuaciones Areoladas

11. Anulares Espiralados Reticulados Escaleriformes P.Areoladas P.areoladas
Traqueidas Punteados
Granos de almidón
Para estudiar el almidón es necesaria la observación de las siguientes características:
1. Frecuencia: abundantes, poco abundantes o escasos
2. Granos simples o compuestos, aislados o agrupados
3. Forma: Lenticular, elíptica, poliédrica, ovoide...
4. Tamaño de los granos: pequeño, medio, grande, variable...
5. Hilo:
Posición
o Céntrico
o Excéntrico
Forma
o Lineal
o Puntiforme
o Estrellado
6. Zonas de hidratación: Son visibles en algunos casos y otros no.
Si los granos son escasos o pequeños, se puede facilitar su visión con agua de lodo,
que los teñirá de azul si los hubiera.
Elíptica Poliédrica Lenticular Ovoide Reniforme
Forma
Lineal Puntiforme Estrellado No visibles Visibles
Hilo

12. Células epidérmicas
Las plantas herbáceas y en general todos los tejidos jóvenes, que no experimentan un
desarrollo secundario, tienen su superficie constituida por células de epidermis y su
forma varia según las distintas especies.
Existen distintos tipos de epidermis y entre ellas destacaremos:
A. Epidermis de células poligonales, con paredes finas, rectas o ligeramente sinuosas
B. Epidermis con grandes células de paredes finas y contorno sinuoso
C. Epidermis formada por células rectangulares con paredes irregularmente
engrosadas o arrosariadas
D. Epidermis de células con paredes ligeramente sinuosas y cutícula fuertemente
estriada.
En la epidermis es frecuente que se observen ESTOMAS: aberturas de la epidermis
rodeadas por dos células oclusivas, y en muchos casos dos o más células adyacentes
de epidermis (células anexas) suelen estar rodeando a las células oclusivas del
estoma.
Se pueden clasificar en 4 tipos:
E. ANOMOCITICO: Las células epidérmicas que rodean a la estoma, no presentan
una disposición particular.
F. ANISOCITICO: Poseen tres células epidérmicas alrededor del estoma y una de
ellas es más pequeña que las otras dos.
G. PARACITICOC: Con una o más células epidérmicas a cada lado del estoma, en
posición paralela al eje longitudinal del mismo.
H. DIACITICO: células epidérmicas que envuelven al estoma y su membrana común
forman ángulos rectos con el eje longitudinal del mismo.
A B C D
E F G H
Células de parénquima
Las células de parénquima, son el tipo de células de paredes celulósicas más
comunes de todas las drogas. Se encuentran en la mayoría de los órganos de las
plantas, constituyendo lo que se llama "tejido fundamental". La forma de sus células
puede ser muy variada, pero en general son células vivas, isodiametricas y de paredes
finas y suele presentar un color pardo-verdoso. En
la madurez se pueden producir engrosamientos de sus membranas, aparecen
Espacios intercelulares, pudiendo cambiar de forma.
Entre los distintos tipos de parénquima señalamos los siguientes:
(A) Tejido de parénquima simple
(B) Tejido de parénquima simple con espacios intercelulares
(C) Parénquima con paredes lignificadas

13. (D) Parénquima reticulado
Células de súber
Las células de súber constituyen un tejido protector que reemplaza a la epidermis en
tallos y raíces que experimentan crecimiento secundario. La presencia de células
suberosas nos indica que estamos ante un tallo, raíz o corteza, ya que los frutos,
semillas, hojas y flores, no la presentan. Se caracterizan por ser células muertas, con
las membranas recubiertas de suberina (Sustancia de naturaleza grasa con un papel
protector).
Según la forma de las células y de la pared, podemos establecer los siguientes tipos:
A. Células de súber con paredes gruesas y rectangulares (Corteza de Cascara
Sagrada)
B. Células con paredes finas y rectangulares, con la superficie externa aplanada (Raíz
de Ipecacuana)
C. Súber de células poligonales (Corteza de Quina)
D. Súber estratificado con paredes finas ( Raíz de Rauwolfia)
A B C D
Tipos de parénquima
A B C D
Células de súber
Células de esclerénquima: Fibras y células pétreas
La denominación "esclerénquima", incluye a complejos de células con paredes
engrosadas generalmente lignificadas, sin contenido celular y cuya función principal es
de índole mecánica. Las células esclerenquimatosas pueden ser de dos tipos
atendiendo a su forma, tamaño y origen:
1. Células Pétreas O Esclereidas
2. Fibras
CELULAS PETREAS:
Son células muertas de parénquima con formas muy variadas y con las paredes
engrosadas lignificadas. Pueden encontrarse aisladas o en grupos.
Existen distintos tipos:
A. Células pequeñas, isodiametricas, con paredes gruesas y pequeño lumen. Se
pueden localizar en tejidos parenquimaticos de la corteza, floema etc. (Corteza de
Cascara Sagrada)

14. B. Aisladas o agrupadas en pequeños grupos, de formas y tamaños muy variados, con
paredes muy engrosados y lumen bastante amplio (Corteza de Canela)
C. Ramificadas y de formas diversas, generalmente aisladas (Astroescleritos de Hoja
de Te)
D. Fusiformes, con lumen muy ancho (Raíz de Acónito).
FIBRAS:
Son células alargadas en sentido axial, con paredes engrosadas, lumen estrecho y
generalmente los extremos puntiagudos.
Tipos:
A. Aisladas con paredes engrosadas y lignificadas, con un lumen muy estrecho
(Corteza de Canela)
B. Fusiformes, con paredes muy engrosadas y muy lignificadas (Corteza de Quina)
C. Fibras estrechas agrupadas en paquete, con cristales prismáticos de oxalato cálcico
(Raíz de Regaliz)
PELOS
Se presentan en células epidérmicas y tienen estructuras y formas muy diversas.
Poseen un gran valor de diagnostico en el análisis de drogas pulverizadas. Pueden
ser:
1 .Tectores
2. Glandulosos O Secretores
Pelos Tectores
Atendiendo al número de células que forman el pelo, pueden ser:
Tectores unicelulares:
(A) Muy largos, afilados, curvos y parcialmente lignificados (Hoja de Te)
(B) Muy cortos, conicos y verrugosos (Hoja de Sen)
(C) Con la base ensanchada, conteniendo en ellas cristales de carbonato cálcico
(Sumidad de Cáñamo indiano)
(D) En forma de estrella o ramillete (Hoja de Boldo, Hoja de Hamamelis)
Tectores pluricelulares:
(E) Uniseriados y conicos compuestos de dos o tres células.
(F) Uniseriados y cónicos, con 3-5 células con una o más de ellas colapsadas
(Hoja de Digital)
(G) Pelos ramificados, con un eje central más largo que las ramificaciones
(Hoja de Romero)
Pelos Glandulosos O Secretores
(H) Glándula bicelular y pie unicelular (Hoja de Digital)
(I) Pie unicelular y glándula pluricelular (Hoja de Estramonio)
(J) Pie pluricelular y glándula unicelular (Hoja de Belladona, Hoja de Digital)
(K) Glándula pluricelulares y pie pluricelular (Hoja de Beleno)
A B C D
PELOS TECTORES

15. E F G
PELOS TECTORES
H I J K
PELOS SECRETORES

16. PRÁCTICA N°3
IDENTIFICACIÓN DE METABOLITOS SECUNDARIOS
OBJETIVO
1. Reconocimiento macroscópico de Drogas vegetales
2. IDENTIFICACIÓN DE METABOLITOS SECUNDARIOS valor diagnóstico en la
Identificación de drogas vegetales
a. Alcaloides
b. Esteroides y/o triterpenoides
c. Saponinas
d. Taninos
e. Flavonoides
f. Quinonas
INTRODUCCION
Se llama metabolitos secundarios de las plantas a los compuestos químicos
sintetizados por las plantas que cumplen funciones no esenciales en ellas, de forma
que su ausencia no es fatal para la planta, ya que no intervienen en el metabolismo
primario de las plantas. Los metabolitos secundarios de las plantas intervienen en las
interacciones ecológicas entre la planta y su ambiente.
También se diferencian de los metabolitos primarios en que cada uno de ellos tiene
una distribución restringida en el Reino de las plantas, a veces a sólo una especie o un
grupo de ellas, por lo que muchos de ellos son útiles en Botánica Sistemática.
Los metabolitos secundarios de las plantas pueden ser divididos en 3 grandes grupos,
en base a sus orígenes biosintéticos:
Terpenoides. Todos los terpenoides, tanto los que participan del metabolismo
primario como los más de 25.000 metabolitos secundarios,4 son derivados del
compuesto IPP (Isopentenil difosfato o "5-carbono isopentenil difosfato") que se
forman en la vía del ácido mevalónico. Es un grupo grande de metabolitos con
actividad biológica importante (Goodwin 19716 ). Están distribuidos
ampliamente en las plantas y muchos de ellos tienen funciones fisiológicas
primarias. Unos pocos, como los que forman los aceites esenciales, están
restringidos a solo algunas plantas.
Compuestos fenólicos como los fenilpropanoides y sus derivados. Los
más de 8.000 compuestos fenólicos que se conocen están formados o bien por
la vía del ácido shikímico o bien por por la vía del malonato/acetato.
Compuestos nitrogenados o alcaloides. Los alrededor de 12.000 alcaloides
que se conocen, que contienen uno o más átomos de nitrógeno, son
biosintetizados principalmente a partir de aminoácidos. Los alcaloides poseen
una gran diversidad de estructuras químicas (Robinson 19817 ). Son
fisiológicamente activos en los animales, aún en bajas concentraciones, por lo
que son muy usados en medicina. Ejemplos conocidos son la cocaína, la
morfina, la atropina, la colchicina, la quinina, y la estricnina.
Los metabolitos secundarios cumplen una función específica para cada planta,
algunos son responsables de olores y colores característicos, causticidad, y otros
comunican sus virtudes medicinales o tóxicas a las plantas.
METODOLOGÍA
Sobre el extracto de la planta seleccionada, el estudiante realizara pruebas químicas
de coloración y/o precipitación, para determinar la presencia del metabolito respectivo.

17. RECONOCIMIENTO DE ALCALOIDES:
Los alcaloides son bases nitrogenadas, las cuales pueden convertirse en sus
respectivas sales mediante la adición de un ácido diluido y formar precipitados al
adicionar los llamados reactivos para alcaloides. En esta práctica utilizaremos los
reactivos de: Mayer y Dragendorff, haciendo la aclaración de que existen otros
reactivos para realizar esta prueba.
PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL PARA EL RECONOCIMIENTO DE
ALCALOIDES:
Tomar aproximadamente 5 g del material vegetal fresco (o seco en polvo), macerar en
un mortero, pasar a un beaker o erlenmeyer, adicionar un volumen suficiente de ácido
clorhídrico al 5% que cubra la muestra; calentar al baño maría durante 10 minutos,
enfriar y filtrar.
Colocar en dos tubos de ensayo aproximadamente 0.5 ml del filtrado ácido, agregar a
cada uno de los tubos previamente rotulados con el respectivo nombre del reactivo, 2
gotas de los reactivos de: Dragendorff, Mayer. Si se observa turbidez o precipitado en
los dos tubos se considera que la muestra contiene alcaloides (Prueba presuntiva).
RECONOCIMIENTO DE ESTEROIDES Y/O TRITERPENOIDES:
En un beaker limpio y seco, tomar una pequeña cantidad de muestra seca y molida,
adicionar diclorometano en cantidad suficiente que cubra la muestra (realice esta
prueba bajo campana extractora de gases) agitar con varilla de vidrio para realizar una
mejor extracción, filtrar sobre sulfato de sodio anhidro.
En un tubo de ensayo limpio y seco tomar 1 ml del filtrado orgánico y agregar por la
pared del tubo 1 ml de anhídrido acético y con precaución 1-2 gotas de ácido sulfúrico
concentrado. La aparición de coloraciones: verdes, azules, rojas o violeta es prueba
positiva (+) para esteroides y/o triterpenoides en la muestra.
RECONOCIMIENTO DE SAPONINAS:
Tomar aproximadamente 5 g del material vegetal fresco y macerar en un mortero,
adicionar suficiente cantidad de agua que cubra la muestra, filtrar a través de gasa,
pasar 4 ml del filtrado a un tubo de ensayo y agitar vigorosamente durante un minuto,
si se forma abundante espuma, estable aproximadamente 5 minutos es prueba
presuntiva de la presencia de saponinas en la muestra.
RECONOCIMIENTO DE TANINOS:
Tomar aproximadamente 5 g del material vegetal fresco, macerar en un mortero
hidratando la muestra para facilitar el rompimiento de los tejidos, pasar la muestra
completamente macerada a un beaker y adicionar cantidad suficiente de agua para
cubrir la muestra, calentar en baño maría de 10 a 15 minutos, filtrar en caliente.
Tomar 1 ml del filtrado en un tubo de ensayo y adicionar dos (2) gotas de solución de
tricloruro férrico (FeCL3 al 1%). La aparición de un color verde, azul o negro es prueba
positiva (+) para compuestos fenólicos; en un segundo tubo de ensayo tomar otro
mililitro del filtrado y agregar unas gotas de gelatinasal, si hay turbidez o formación de
precipitado es prueba positiva para taninos en la muestra.
Las dos pruebas son necesarias para comprobar la presencia de taninos.
RECONOCIMIENTO DE FLAVONOIDES:
Macerar en un mortero aproximadamente 5 g del material vegetal finamente picado,
pasar a un beaker o erlenmeyer, adicionar suficiente cantidad de etanol que cubra la
muestra; calentar al baño maría durante cinco minutos, enfriar y filtrar.
Tomar un 1 ml del filtrado etanólico en un tubo de ensayo, agregar varias limaduras de
magnesio y por la pared del tubo dejar caer lentamente HCl concentrado (37%) la
aparición de colores: naranja, rojo, violeta ó rosado, indican que la prueba es positiva
(+) para flavonoides.
RECONOCIMIENTO DE QUINONAS:

18. Pesar aproximadamente 0,5 g de material vegetal en polvo en un beaker de 100 ml,
adicionar 20 ml de etanol al 95% y calentar en baño maría durante 5 minutos hasta
ebullición para realizar la extracción de la muestra, filtrar en caliente, tomar 5ml del
filtrado y adicionar aproximadamente 3 ml de H2SO4 al 10%, calentar en baño maría,
durante 15 minutos hasta ebullición para producir la hidrólisis; enfriar la muestra y
realizar la extracción de las quinonas con 5 ml de tolueno (usar el tolueno bajo
campana extractora) agitar suavemente sin emulsionar, tomar 2ml de la fase orgánica
en un segundo tubo de ensayo, adicionar aproximadamente 1 ml de hidróxido de sodio
al 5% en amoníaco al 2%. Luego de agitar se obtiene un color rojo cereza en la capa
acuosa, lo que indica presencia de quinonas en la muestra.
Cuestionario:
¿Qué son los: Alcaloides, Esteroides y/o triterpenoides, Saponinas, Taninos,
Flavonoides, Quinonas?
Indique los usos medicinales que se les atribuye a los: Alcaloides, Esteroides
y/o triterpenoides, Saponinas, Taninos, Flavonoides, Quinonas
Realice un cuadro con 5 plantas que contengan Alcaloides, Esteroides y/o
triterpenoides, Saponinas, Taninos, Flavonoides, Quinonas

19. PRÁCTICA N°4
IDENTIFICACIÓN DE METABOLITOS SECUNDARIOS
OBJETIVO
1. Conocer los métodos para extraer los principios activos vegetales
2. Conocer los solventes más adecuados
3. Realizar extracción de plantas nativas con la técnica de soxhlet y destilación
simple
INTRODUCCIÓN
Se deben considerar las características generales del metabolito de interés antes de
comenzar con el proceso de extracción, por ejemplo, los glicósidos son termolábiles,
sensible al pH, polares y no volátiles consecuentemente el solvente y el proceso a
emplear se adecuarán a estas características, para obtener el metabolito sin riesgos
de descomposición o formación de artefactos y en alto rendimiento. Aunque la
tendencia es aplicar una técnica estándar para obtener el extracto crudo, es
conveniente tener en mente que la gran diversidad de compuestos de origen natural
no permite que un sólo proceso de extracción se adecue a la obtención de todos ellos,
sino que existen procesos individuales de acuerdo al tipo de compuesto. Por ejemplo
hay esquemas generales para la obtención de alcaloides; sin embargo la diferencia de
núcleos químicos, grupos funcionales y por ende polaridad de los mismos, hace que
algunos sean solubles en solventes acuosos y otros en solventes orgánicos.
Selección del solvente : Generalmente se estudian compuestos de polaridad media
y rara vez metabolitos solubles en agua. Se debe tener mucha precaución con la
selección del disolvente de extracción, éste debe disolver los metabolitos de interés,
ser fácil de eliminar, no reaccionar con la muestra, no debe ser muy tóxico, ni
fácilmente inflamable. Deben ser destilados antes de ser usados ya que algunos
pueden contener plastificantes derivados de los envases y tapas de almacenamiento.
El ftalato de diisiooctilo es uno de los plastificantes que con mayor frecuencia se
encuentra impurificando el cloroformo y metanol, éste es un compuesto muy activo en
numerosos ensayos biológicos y puede estar contaminando a compuestos que se
destinen a ensayos de bioactividad induciendo a resultados erróneos.
Las impurezas diclorometano (CH2Cl2) y clorobromometano (CH2ClBr) contenidas en
el cloroformo pueden reaccionar con algunos compuestos tales como los alcaloides
brucina, estricnina y efedrina produciendo sales cuaternarias de diferente actividad, la
presencia de trazas de ácido clorhídrico (HCl) puede producir descomposiciones,
deshidrataciones o isomerizaciones de ciertos compuestos. Se ha comprobado que el
metanol y el etanol en algunas extracciones donde se aplica calor producen derivados
metílicos o etílicos no deseados. Se piensa que los solventes polares tienen mayor
poder de penetración en los tejidos y paredes celulares y que en consecuencia tienen
mayor poder de disolución de compuestos mientras que los solventes menos polares
"lavan" principalmente las partes extracelulares.
El agua no se utiliza con frecuencia para obtener un extracto crudo sino que se extrae
el material con una mezcla acuosa de metanol (80% aproximadamente) y al extracto
acuoso resultante, luego de evaporado el metanol, se lo particiona con acetato de etilo
y se trabaja con lo obtenido en este último solvente. Un inconveniente que presenta
esta técnica es la formación de emulsiones, éstas se pueden eliminar posteriormente
por centrifugación o agregado de cloruro de sodio (NaCl).

20. La destilación por arrastre con vapor de agua es ampliamente utilizada para obtener
terpenos volátiles o aceites esenciales, sin embargo se ha observado que una caída
de pH, a veces hasta 2, se produce cuando se rompen las vacuolas y se producen
reacciones no deseadas en compuestos sensibles de este grupo.
El éter etílico rara vez se emplea para extraer por su volatilidad, inflamabilidad,
toxicidad y tendencia a formar peróxidos. También se utilizan soluciones ácidas o
alcalinas para la extracción selectiva de algunos compuestos, sin embargo se debe
tener precaución con el pH de las mezclas para prevenir hidrólisis o reordenamiento
de compuestos sensibles.
Extracción : Los procesos de extracción más simples empleados se dividen de
acuerdo al disolvente (o menstruo) utilizado en:
a) Extracción con agua: infusión, destilación por arrastre con vapor de agua y
decocción,
b) Extracción con solventes orgánicos: maceración, lixiviación (o percolación),
extracción por aparato de Soxhlet y por fluído supercrítico.
a) Maceración : Consiste en remojar la droga, debidamente fragmentada en un
menstruo hasta que éste penetre en la primera estructura celular ablandando y
disolviendo las porciones solubles. Se puede utilizar cualquier recipiente con
tapa que no se ataque con el disolvente, en éste se colocan la droga (materia
vegetal) con el disolvente y tapado se deja en reposo por un período de 2 a 14
días con agitación esporádica. Luego se filtra el líquido y se exprime el residuo.
Si el material aún contuviera el principio de interés , se repetirá el proceso son
solvente fresco (puro) tantas veces como sea necesario.
b) Lixiviación (percolación) : Es uno de los procesos más difundidos y si bien se
puede realizar con disolventes orgánicos en frío para preservar los compuestos
termolábiles que pudiera contener el material. Consiste en colocar el material
fragmentado en un embudo o recipiente cónico y hacer pasar un disolvente
adecuado a través del mismo. El tamaño de partícula no puede ser menor a 3
mm, como tampoco pueden extraer resinas o materiales que se hinchen dado
que el disolvente no percolará. La maceración no tiene ventajas sobre la
lixiviación, aunque ésta última requiere de ciertos cuidados a saber: la droga
debe estar debidamente compactada para que el disolvente eluya con cierta
lentitud dando tiempo al mismo a tener contacto con los tejidos e ingresar en
las estructuras celulares y extraer los componentes, de otra manera el residuo
desechado contendrá el principio de interés, además se necesita agregar
solvente constantemente.
c) Extracción por aparato Soxhlet : El uso de un aparato Soxhlet es una manera
conveniente de preparar extractos crudos de plantas. Este proceso usa
preferentemente solventes puros aunque algunos autores han utilizado
mezclas binarias (mezclas de dos solventes) o terciarias (de tres solventes).
Las mezclas de disolventes tienen el inconveniente de que sus componentes
individuales tienen distintos puntos de ebullición y en consecuencia la
proporción de cada uno de ellos en la camisa conteniendo la muestra sería
desconocida impidiendo la repetición de la experiencia a través de otro proceso
(p.ej.: lixiviación). El aparato consta de un balón en donde se hace ebullir el
disolvente apropiado, sus vapores se condensan encima de la muestra
colocada en un cartucho de papel de filtro. El condensado macera
momentáneamente la muestra. Cuando la cámara que contiene el cartucho se
ha llenado, se produce el sifonamiento (por el tubo sifón) de la solución

21. resultante que cae sobre el balón evaporador. Esta operación se repite
sucesivamente, con lo cual la solución contenida en el balón evaporador se va
enriqueciendo con los principios aislados. Es de hacer notar que compuestos
termolábiles a la temperatura de ebullición del solvente o que se
descompongan por exposición prolongada al calor, no pueden ser extraídos
por este proceso. Por este mismo motivo no es aconsejable utilizar agua.
d) Digestión : En este proceso se agrega solvente caliente al material vegetal
molido colocado en un erlenmeyer o material de vidrio de boca pequeña, la
temperatura elevada del solvente permite una mayor extracción de compuestos
ya que la solubilidad de la mayoría de las especies aumenta con la
temperatura. Si el solvente utilizado es muy volátil o se lleva a temperatura de
ebullición se deberá adosar un refrigerante al erlenmeyer para evitar su
evaporación o intoxicación del operador con el solvente. Este último proceso se
conoce como reflujo.
e) Infusión y Decocción (cocimiento) : Tanto la infusión como la decocción son
procesos simples de extracción con agua, en el primer caso se agrega agua
caliente o hirviendo o fría a la droga molida y luego se filtra; en el segundo la
droga se hierve por espacio de 15 minutos con el agua. Note que en la infusión
la droga no se somete a ebullición, sino que se le puede agregar el agua a
temperatura de ebullición en cuyo caso el sometimiento de los metabolitos a
esta temperatura será mínimo. Es conveniente aclarar que en algunos casos
se utiliza el proceso de reflujo para extraer con solventes acuosos, esto
obedece a que un calentamiento prolongado de la solución acuosa podría
producir la evaporación total del solvente. El reflujo con soluciones acuosas se
debe realizar sólo cuando se está seguro que el principio a extraer es
termoestable.
f) Extracción con Fluidos en Estado Supercrítico (E.F.S.C.) : Siendo este proceso
una de las técnicas más novedosas de extracción se comenta en esta sección
con detalle. Este proceso es una operación unitaria que aprovecha el poder
disolvente de fluidos a temperaturas y presiones por encima de sus valores
críticos. Si bien las propiedades de los fluidos supercríticos son conocidas
desde hace 100 años, cuando en 1879 se descubrió que los halogenuros
metálicos eran muy solubles en tetracloruro de carbono y etanol en estado
supercrítico, su explotación en los laboratorios y procesos industriales de
separación es reciente. Actualmente se utiliza en la industrias química y en
vista de los recientes avances aparece como de significativo impacto en los
próximos años.
g) Fluidos Supercríticos : Un fluido supercrítico es cualquier fluido a una
temperatura superior a la temperatura crítica. En la figura siguiente se muestra
un diagrama de fase (Presión vs. Temperatura) para un fluido puro en el cual
se han marcado las zonas correspondientes al sólido (S), gas (G) y líquido (L).
También se observan en el diagrama las líneas que indican la coexistencia de
dos fases. La líneas correspondiente a gas-líquido se extiende desde el punto
tripe o punto crítico donde las propiedades del líquido y el vapor son iguales.
Este punto corresponde a una temperatura crítica (Tc) y a una presión crítica
(Pc) a partir de la cual comienza la región correspondiente al fluido supercrítico.
METODOLOGÍA:

22. PRÁCTICA N°5
EVALUACIÓN DE CARBOHIDRATOS
OBJETIVO
1. Reforsar los conocimientos adquiridos acerca de los carbohidratos mediante
la demostración experimental de algunas de sus propiedades.
INTRODUCCIÓN
Los carbohidratos son los compuestos orgánicos más abundantes de la biosfera. La
mayoría pueden ser representados con la fórmula general Cx(H2O)y por lo que son
literalmente, hidratos de carbono. Gran parte de sus funciones biológicas dependen de
esta estructura química tan particular y versátil. Ellos son componentes fundamentales
de muchos alimentos y su degradación durante el proceso de digestión genera la
energía necesaria para las funciones vitales del organismo. Cuando se encuentran
combinados con otras biomoléculas, dan origen a moléculas más complejas cuyas
funciones pueden ser estructurales o de soporte celular y tisular, de comunicación
entre células, de reconocimiento o de señalización. Químicamente se definen como
polihidroxialdehídos o polihidroxiacetonas cíclicas o sustancias que luego de
hidrolizarse dan origen a los mismos. Un carbohidrato que no puede ser hidrolizado en
uno más simple es llamado monosacárido. Los monosacáridos más comunes son la
glucosa, la fructosa, la galactosa y la manosa. Un carbohidrato que puede ser
hidrolizado en dos moléculas de monosacáridos es llamado disacárido. Los más
importantes son la lactosa (presente en la leche), la sacarosa (presente en el azúcar
común) y la maltosa. Por su parte, aquellos carbohidratos que pueden ser hidrolizados
en varias moléculas de monosacáridos son llamados polisacáridos. Los más comunes
son el almidón y la celulosa, este último es componente estructural de las plantas.
La determinación de glucosa es de importancia médica ya que niveles sanguíneos
alterados pueden ser signo de una enfermedad metabólica común conocida como
diabetes mellitus.
METODOLOGÍA
1. Prueba de Benedict
Algunos azúcares tienen la propiedad de oxidarse en presencia de agentes
oxidantes suaves como el ion Fe3+ o Cu2+. Esta característica radica en la presencia
de un grupo carbonilo libre, el cual es oxidado y genera un grupo carboxilo. Por lo
tanto, aquellos azúcares con un grupo carbonilo libre son llamados azúcares
reductores y aquellos en los que el grupo carbonilo se encuentra combinado en unión
glicosídica se conocen como azúcares no reductores. Existen varias reacciones
químicas que permiten determinar si se está en presencia de un azúcar reductor o no.
La prueba de Benedict es una de ellas y se basa precisamente en la reacción o no de
un azúcar con el ion Cu2+. El reactivo de sodio. El Na2CO3 confiere a la solución un
pH alcalino necesario para que la reacción pueda llevarse a cabo. El citrato de sodio
mantiene al ion Cu2+ en solución ya que tiene la propiedad de formar complejos
coloreados poco ionizados con algunos de los metales pesados. Con el cobre produce
un complejo de color azul. Si se le agrega al reactivo una solución de azúcar reductor
y se calienta hasta llevar la mezcla a ebullición, el azúcar en solución alcalina a
elevadas temperaturas se convertirá en D-gluconato y su ene-diol, rompiéndose luego
en dos fragmentos altamente reductores, los cuales con sus electrones expuestos,
reaccionarán con el Cu++. Se obtiene entonces un azúcar oxidado y dos iones Cu+.
Posteriormente el Cu+ producido reacciona con los iones OH- presentes en la solución
para formar el hidróxido de cobre:
Cu + + OH - → Cu(OH) (precipitado amarillo)
El hidróxido pierde agua
2Cu(OH) → Cu2O (precipitado rojo ladrillo) + H2O

23. La aparición de un precipitado amarillo, anaranjado, o rojo ladrillo evidencia la
presencia de un azúcar reductor.
Materiales y reactivos
Reactivo de Benedict: consta de 3 soluciones:
Pesar 100 g de NaCO3 anhidro y disolver en 200 ml de agua destilada
hervida.
Pesar 173 g citrato de sodio y disolverlo en 200 ml de agua destilada
hervida.
Pesar 17.3 g de CuSO4.5H2O y disolverlo en 300 ml de agua destilada
hervida.
Mezclar las tres soluciones cuando estén frías. Aforar a 1 l con agua
destilada hervida.
-Soluciones de carbohidratos 0.1 mol/l. Pesar la cantidad requerida de cada uno de
los carbohidratos a ensayar y disolverlos en 100 ml de agua destilada. La solución de
almidón se prepara al 1%: pesar 1 g de almidón y llevar a 100 ml con agua destilada
caliente.
-1 gradilla con tubos de ensayo
-pipetas de varios volúmenes
-baño maría en ebullición
Procedimiento
Seleccione la pipeta más conveniente y deposite 2.5 ml de reactivo de Benedict en un
tubo de ensayo mediano (los tubos de ensayo grandes se usan en la prueba de
hidrólisis del almidón). Repita este paso en 6 tubos más. Luego, a cada tubo, añada 6
gotas de una y solo una de las siguientes soluciones de carbohidratos: glucosa,
galactosa, lactosa, xilosa, fructosa, sacarosa al 0.1M y almidón al 1% según el
siguiente cuadro:
Coloque los tubos en un baño de agua hirviendo por 5 minutos. Tenga cuidado de
no quemarse.
Observe cualquier cambio de color durante el calentamiento. Saque el tubo y póngalo
en una gradilla y después de un corto tiempo observe si se ha formado un precipitado,
el cual puede ser rojo, anaranjado o verdoso.
2. Prueba cualitativa de glucosa oxidasa
Este método es utilizado hoy en día para la determinación y cuantificación de glucosa
en sangre y orina y vino a reemplazar a otros como la prueba de Benedict, debido a su
mayor especificidad y sensibilidad. La prueba se basa el uso de una enzima llamada
glucosa oxidasa que reconoce específicamente a una de las formas anoméricas de la
D-glucosa, la forma beta glucopiranosa. Esta enzima, en presencia de glucosa,
oxígeno y un amortiguador de pH, genera gluconolactona y peróxido de hidrógeno.
El peróxido de hidrógeno es a su vez sustrato de otra enzima, la peroxidasa, la cual en
presencia de fenol y una amina aromática (en nuestro caso, la amino-4-antipirina)

24. genera un compuesto de color rosado y agua. Por lo tanto, cuando el reactivo vira de
incoloro a rosado, se demuestra la presencia de glucosa en la muestra.
Materiales y reactivos
-1 placa de aglutinación
-Solución de glucosa oxidasa/ peroxidasa: Contiene glucosa oxidasa, peroxidasa,
amortiguador y amino 4 antipirina.
-Soluciones de carbohidratos 0.1M utilizados en la práctica de la prueba de Benedict y
almidón al 1%.
Procedimiento
Coloque 3 gotas de solución de glucosa oxidasa/peroxidasa en siete depresiones de la
placa de ensayos. Añada una gota de glucosa a una depresión, una gota de fructosa a
otra, etc. Observe las depresiones inmediatamente y anote los resultados. Vuelva a
observar las depresiones y revise si existe algún cambio.
3. Prueba de yodo para Almidón
El polisacárido almidón está constituido de dos polímeros, amilosa y amilopeptina. La
amilosa está constituida de largas cadenas lineales de glucosa unidas en enlace
glicosídico alfa 1,4 (Figura 1). Estas cadenas no poseen un tamaño determinado sino
que pueden variar desde unos miles de unidades de glucosa hasta un millón. Por otro
lado, la amilopeptina posee, al igual que la
El almidón es la molécula de reserva energética en las plantas por excelencia.
Debido a que muchos organismos superiores poseen las enzimas necesarias para su
degradación, este polímero puede ser convertido durante el proceso de digestión en
diferentes intermediarios metabólicos que generan energía. El glucógeno a su vez es
la contraparte del almidón en el reino animal, con la diferencia de que esta molécula
posee una mayor cantidad de ramificaciones que el almidón y es más compacta. La
conformación de los enlaces alfa 1,4 presentes en estas moléculas causa que estos
polímeros asuman una estructura helicoidal muy estrecha. La prueba del almidón es
una prueba muy sencilla pero que todavía se utiliza para determinar la presencia de
almidón en algunos alimentos. La prueba se basa en una reacción física y no química,
en la cual el almidón reacciona con el yodo para formar un complejo de color azul
intenso. Bajo las mismas condiciones, el glucógeno da una coloración café.
Materiales y reactivos
-1 gradilla con tubos de ensayo medianos
-pipetas de varios volúmenes
-Solución de almidón 1 % que se utiliza también para la prueba de Benedict

25. -Solución de yodo: Disolver un gramo de yodo en una solución de Kl 2%.
Procedimiento
En tres tubos medianos y utilizando la pipeta que más se ajuste, distribuya los
reactivos indicados según el siguiente cuadro:
Agite muy bien los tubos y note la diferencia de color que se atribuye a la formación de
un complejo entre el almidón y el yodo. Anote el resultado. Posteriormente coloque los
tres tubos en un baño de agua caliente (70o C) con cuidado por 10 minutos y observe
cualquier cambio de color. Anote el resultado. Enfríe los tubos y observe nuevamente.
Anote el resultado.
4. Hidrólisis del almidón
Esta práctica tiene como objetivo demostrar que efectivamente los polisacáridos
como el almidón están compuestos de monosacáridos unidos por enlaces glicosídicos.
Como se mencionó anteriormente, el almidón está constituido de un solo
monosacárido, la glucosa. Las propiedades del almidón son diferentes a las de la
glucosa como se evidenciará mediante la hidrólisis del almidón para generar glucosa.
Todos los polisacáridos son hidrolizados en sus constituyentes monosacáridos, por la
acción de ácidos diluidos. Esta es una reacción gradual que puede observarse durante
el tiempo de la sesión de laboratorio. Es por tanto recomendable que usted inicie el
proceso de hidrólisis al comenzar la sesión de laboratorio y luego proceda con el resto
de las pruebas. La hidrólisis del almidón se puede evidenciar con dos pruebas:
a. Desaparición del color azul característico de la prueba del yodo.
b. Aparición de glucosa, un azúcar reductor. La aparición de glucosa se evidenciará
mediante la prueba de Benedict.
Materiales y reactivos
-1 gradilla con 4 tubos de ensayo grandes (10ml)
-baño María en ebullición
-Pipetas de varios volúmenes
-Solución de almidón 1 %: pesar 1 g de almidón y llevar a 100 ml con agua destilada
caliente. Preparar fresco.
-HCl concentrado: será manipulado únicamente por los instructores. Tenga cuidado a
la hora de manipular y agitar sus tubos que contengan este ácido.
-Solución de yodo: Disolver un gramo de yodo en una solución de Kl 2%.
-Reactivo de Benedict
-NaOH 0.4 mol/l: Pesar 16.0 g de NaOH y llevar a 1000 ml con agua destilada.
Procedimiento
Coloque 10 ml de una solución de almidón al 1% en un tubo de ensayo grande.
Pida a su instructor que le añada 1 ml de HCI concentrado al tubo. Agite bien y luego
coloque el tubo en un baño de agua hirviendo con cuidado de no quemarse. Mientras
el almidón se está hidrolizando (tarda de 1:30 h a 2 h aproximadamente), efectúe la
prueba de coloración del yodo. Para ello, añada en otro tubo 5 ml de agua, una gota
de la solución de yodo y 0.5 ml de la solución de almidón que tiene hidrolizando en el
baño maría a ebullición. Anote el resultado de la prueba del yodo.
Después de que la hidrólisis del almidón se haya llevado a cabo por 15 minutos, saque
0.5 ml del almidón que se está hidrolizando en el baño maría y repita la prueba del
yodo. Continúe la hidrólisis hasta obtener una prueba de yodo negativa.

26. Posteriormente y para confirmar la presencia de glucosa, efectúe la prueba de
Benedict. Para ello, añada en un tubo 0.5 ml del almidón hidrolizado, 1 ml de NaOH
0.4 mol/l (para neutralizar el ácido) y 2.5 ml de reactivo de Benedict. Incubar por 8
minutos en agua hirviendo. Anote y analice los resultados. Utilice sus resultados del
punto 1 (Prueba de Benedict) y del punto 2 (Prueba de yodo para almidón) para
interpretar sus resultados

27. PRÁCTICA N°6:
ANÁLISIS DE ALCALOIDES
OBJETIVOS
1. Reconocer los alcaloides mediante reactivos específicos.
2. Observar y reconocer los alcaloides por cromatografía.
INTRODUCCIÓN
Son sustancias nitrogenadas, basicas, de origen fundamentalmente vegetal. Su atomo
de nitrogeno normalmente se encuentra formando parte de un heterociclo y poseen
actividades farmacologicas marcadas a bajas dosis.
Son de gran interes terapeutico, tenemos importantes y valiosos representantes en
cada uno de los grupos farmacologicos existentes.
Se encuentran en la naturaleza formando sales y biosinteticamente se forman a partir
de aminoacidos.
Localización: Se encuentran fundamentalmente en Angiospermas, sobretodo en
familias como Ranunculaceas, Apocinaceas, Loganiaceas, Solanaceas, Rubiaceas,
Papaveraceas, Leguminosas, etc.
En el vegetal se encuentran formando sales, y fundamentalmente se localizan en
tejidos perifericos de semillas, cortezas, raices, hojas, tallos.
Propiedades físico-químicas : Aunque algunos alcaloides no oxigenados son
liquidos a temperatura ambiente como la nicotina y la esparteina, los alcaloides bases
son generalmente solidos cristalizables ligeramente coloreados. Casi siempre están
dotados de poder rotatorio especifico y punto de fusion por debajo de 200°C.
Los alcaloides base son poco solubles en agua y otros disolventes organicos polares y
solubles en disolventes organicos apolares como eter o cloroformo.
La formacion de sales estabiliza la molecula, por lo que comercialmente los alcaloides
se encuentran al estado de sales.
METODOLOGÍA
1. En medio acido
La droga pulverizada, (x gramos) se impregna con HCI formandose los
correspondientes clorhidratos, las sales formadas se extraen con agua, en caliente, y
continua agitacion. Se filtra y se realizan tres alicuotas, sobre las que se anaden gota a
gota tres reactivos: R. Bouchardat, R. Dragendorff y R. Mayer, apareciendo en caso
positivo precipitados marron, naranja y blanco.
Estas reacciones se basan en la capacidad que tienen los alcaloides de combinarse
con metales pesados: Bi, Hg, o l. La especificidad de estos reactivos no es absoluta,
tambien la dan otras sustancias como las proteinas.
El resto del extracto acuoso se somete a una extraccion liquido-liquido en ampolla de
decantacion.
Previamente se alcaliniza con una base fuerte como NH4OH hasta pH=10, y las
bases debiles (alcaloides) se liberan y se extraen seguidamente con un disolvente
organico (eter o cloroformo) varias veces hasta agotar la fase acuosa (lo que se
verifica facilmente al presentar la fase acuosa resultados negativos con el reactivo de
Mayer conc.). El disolvente organico que contiene los alcaloides base se decanta, se
eliminan las trazas de agua por deshidratacion mediante el empleo de una sal anhidra
(por ejemplo sulfato sodico) y se evapora a vacio. Se obtiene un residuo de alcaloides
totales (A.T.= y mg). Tambien se puede realizar una valoracion volumetrica,
redisolviendo los A.T. en un exceso de acido titulado y se valora por retroceso dicho
exceso, con una base de titulo conocido y en presencia de un indicador coloreado.
2. En medio alcalino
La droga pulverizada (x gramos) se mezcla con una solucion acuosa alcalina
(NH4OH 20 %) hasta empaparla, asi esta base fuerte desplaza a los alcaloides

28. de sus combinaciones salinas, las bases asi liberadas se extraen seguidamente con
un disolvente organico apolar como cloroformo o diclorometano, en un dispositivo tipo
Soxhlet de extraccion continua. EI extracto
cloroformico se somete a una purificacion liquido-liquido en ampolla de decantacion,
modificando el pH de la solucion y modificando asi su solubilidad.
En primer lugar extraemos con una solucion acuosa de HCI 5% y posteriormente
separamos la fase acuosa, alcalizamos con NH4OH hasta pH = 10 y extraemos
posteriormente con diclorometano sobre sulfato sodico anhidro.
Evaporamos a vacio y el residuo de alcaloides totales (A .T.) se pesa.
Separación y aislamiento
La separacion de los alcaloides (A.T.) se lleva a cabo mediante cromatografia.
La cromatografia en capa fina de silice o alumina es un metodo de separacion de
alcaloides, se utilizan diversos disolventes de desarrollo, como Cloroformo/Metanol
(90:10) en el caso de alcaloides quinolizidinicos, las placas se revelan con reactivo
Dragendorff para cromatografia o vapores de iodo.
Identificación
La identificacion puede llevarse a cabo mediante el uso de patrones, en caso de
muestras de naturaleza conocida. En la mayoria de los casos debemos separar el
alcaloide puro e identificarlo por sus constantes físicas (punto de fusion y poder
rotatorio) y datos espectrales (UV. IR, 1 H-RMN, 13CRMN,
IE)
CUESTIONARIO
.Que son los alcaloides?
.Que estructura química tienen?
.Que actividad farmacologica poseen?

29. PRÁCTICA N°7
EVALUACIÓN DE ACEITES ESENCIALES
OBJETIVOS
1. Aislar el aceite esencial de un producto natural utilizando las siguientes
técnicas de laboratorio:
a. -Destilación por arrastre con vapor.
b. -Extracción continua en equipo Soxhlet.
c. -Extracción directa a reflujo.
2. Conocer las características de cada una de estas técnicas, así como los
factores que intervienen en ellas.
3. Comparar la eficiencia y selectividad de cada una de ellas en el aislamiento del
aceite esencial de que se trate.
INTRODUCCIÓN
Los aceites esenciales son productos aromaticos, obtenidos a partir de vegetales,
principalmente por corriente de vapor de agua.
Su localizacion en el vegetal es variada, aunque son mas frecuentes en flores
(manzanilla) y hojas (eucalipto). Suelen encontrarse en familias pertenecientes a los
ordenes de las Magnoliales, Laurales, Rutales, Lamiales, Asterales ...
El contenido en los vegetales suele ser cuantitativamente bajo, normalmente inferior al
1 % (hay excepciones: botones de clavo: 15%).
Suelen ser liquidos a temperatura ambiente, muy raramente tienen color y en general
su densidad es inferior a la del agua (excepciones: canela, clavo..). Suelen estar
dotados de poder rotatorio y con un indice de refracción elevado. Son solubles en
disolventes organicos (liposolubles) y poco o nada solubles en agua y son arrastrables
en corriente de vapor de agua.
Quimicamente son mezclas complejas muy variables que pertenecen a dos series con
origenes biosinteticos distintos:
• Serie terpenica
• Serie de los derivados del fenilpropano
Poseen una extensa variedad de propiedades farmacologicas entre las que destacan:
antisepticas, espasmoliticas, colagogas etc.
EXTRACCIÓN, VALORACIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE LA ESENCIA DE
EUCALIPTO
La esencia de eucalipto se extrae de las hojas de Eucaliptus globulus (Mirtaceas). Se
encuentra en ellas en una proporcion de 1-3 %. Es un liquido de color ligeramente
amarillento y de densidad menor que el agua. El componente mayoritario de esta
esencia es el CINEOL o EUCALIPTOL (70-80 %) y va acompanado de carburos
terpenicos, alcoholes alifaticos, sesquiterpenos, etc.
de color ligeramente amarillento y de densidad menor que el agua. Tanto el eucalipto
como la esencia, poseen propiedades expectorantes y antisepticas y ambos son
constituyentes de numerosas especialidades prescritas en las afecciones del aparato
respiratorio.
METODOGIA
1. EXTRACCION: La extraccion se realiza en corriente de vapor de agua. Partimos de
unos 30-409 de droga que se depositan en un matraz de fondo redondo al que se
añaden unos 300ml de agua saturada de NaCl y a continuacion se realiza el montaje
del aparato destilador, que es tipo CLEVENGER, provisto de dos tubuladuras laterales
que se prolongan despues en una comun a ambas, donde es recogida la esencia junto
con el agua que destila, pero esta vuelve nuevamente al matraz de destilacion por el
tubo lateral, Io que hace que el aparato sea de destilacion continua. Una vez
encendida la llama del mechero y conectado el sistema de refrigeracion, comienza el
proceso de destilacion. A medida que esta progresa, se ira acumulando la esencia y el

30. agua en el tubo colector, quedando en este caso, la esencia en la capa superior. De
media en media hora se lee el volumen de esencia y se da por terminada la extraccion
cuando coincidan dos lecturas. Antes de terminar la destilacion se cierra el agua del
refrigerante y se continua destilando todavia algun tiempo, para recoger las gotas de
esencia que quedan en el refrigerante.
2. VALORACION:
Consiste en medir con una regla la altura de la esencia obtenida, dentro del tubo
colector y aplicamos la formula:
V = Π r2 h
Obtenemos asi el volumen (cm3) de esencia.
Con estos datos:
Peso de la droga: P = .......g
Densidad: D ~....,1
Volumen obtenido de esencia: V= ....... ml
Podemos hallar la Riqueza de esencia de la droga:
R= (V.d./P)100 = ..... %
3. CARACTERIZACION DE LA ESENCIA DE EUCALIPTO: Con la ayuda de un
capilar depositamos una pequena cantidad de esencia obtenida en una placa
cromatografica de Silicagel. Seguidamente aplicamos la misma cantidad de un patron
de EUCALIPTOL y desarrollamos la cromatografia en la fase móvil
HEXANO/ACETATO de ETILO 9:1. Se revelacon Vainillina sulfurica, calentando
posteriormente en estufa a 100 oC, durante 5 minutos.
CUESTIONARIO
1. .Como se obtienen los aceites esenciales a partir de los vegetales?
2. .Cuales son sus caracteristicas fisico-quimicas?
3. .Cuales son algunas de sus propiedades farmacologicas mas destacables?
4. Cual es el componente mayoritario de la esencia de eucalipto?

31. PRÁCTICA N°8
ANÁLISIS DE FLAVONOIDES EN PLANTAS
OBJETIVO
1. Extracción de flavonoides
2. Reconocimiento de flavonoides
INTRODUCCIÓN
Los flavonoides pertenecen a un grupo de compuestos naturales arreglados bajo un
sistema C6-C3-C6, en el cual dos anillos aromáticos llamados A y B están unidos por
una unidad de tres carbonos que pueden o no formar un tercer anillo, que en caso de
existir es llamado anillo C. Se conoce como 10 clases de flavonoides los cuales
pueden encontrarse como aglicona o bajo la forma de glicósidos con una o tres
unidades de azúcar, generalmente en los carbonos 3 y/o 7, siendo los azucares más
comunes la glucosa, galactosa, ramnosa, xilosa y arabinosa. Es frecuente que
diferentes azúcares se hallen unidas a una misma aglicona y en diferentes posiciones
lo que hace mayor el número de glicósidos conocidos; es también común, que se
encuentren en mezclas como agliconas y/o glicósidos, aun de las diferentes clases
siendo esto último lo más frecuente.
Se hallan presente en todas las partes de la planta, algunas clases se encuentran más
ampliamente distribuidas que otras, siendo más comunes las flavonas y flavonoles y
más restringidos en su ocurrencia las isoflavonas, las chalconas y auronas.
Aunque los flavonoides han sido empleados desde mucho tiempo como colorantes de
lana, se les atribuye diversas propiedades en las plantas, entre ellos podemos citar (a)
protección a los vegetales contra la incidencia de rayos ultravioleta y visible, así como
protección contra insectos, hongos virus y bacterias, (b) atrayentes de animales con
finalidad de polinización, (c) antioxidantes, (d) control de la acción de las hormonas
vegetales, (e) agentes alelopáticas y (f) inhibidora de las enzimas. Por otro lado, estos
compuestos poseen también importancia farmacológica, resultado de algunas
propiedades importantes atribuidas a algunos representantes de las diferentes clases,
como por ejemplo, antinflamatorio, antialérgico, antiulcerogénico, antiviral,
anticarcinogénico; asimismo, son utilizados para el tratamiento de la fragilidad capilar,
de la diabetes, de las afecciones cardiacas, entre otras.
Como características generales de estos compuestos debemos señalar su solubilidad
en agua y etanol, su carácter fenólico y su intensa absorción en la región ultravioleta y
visible del espectro debido a la presencia de sistemas aromáticos conjugados. Una
clasificación preliminar del tipo de flavonoide en un extracto de planta, puede hacerse
basado inicialmente en un estudio de sus propiedades de solubilidad y de
comportamiento ante reacciones de color; esto, seguido por un examen
cromatográfico directamente del extracto y/o del extracto hidrolizado.
En este experimento se describen los ensayos a realizar para detectar la presencia de
flavonoides en un extracto a través de una sencilla reacción de coloración y una
cromatografía de capa delgada utilizando agentes cromogénicos adecuados. Para el
ensayo cuantitativo es usual desarrollarlo de dos maneras, por espectrofotometría
ultravioleta – visible utilizando reactivo de desplazamiento para la determinación de
flavonoides totales y por cromatografía líquida de alta resolución. En esta practica se
está considerando el primer método. Como material vegetal puede utilizarse la
manzanilla, la ruda, especies de geranio, entre otras.
METODOLOGÍA
2.1 Análisis cualitativo
A. Tratamiento de muestra
Pese 1g de muestra seca y pulverizada en un erlenmeyer de 50 mL, añada 5mL de
metanol y caliente por 10 minutos a 60°C (sí es posible hacerlo en el ultrasonido).
Filtre sobre un vial (extracto A).

32. B. Prueba a la gota: reacción de Shinoda Coloque 20 gotas del extracto A en un tubo
de ensayo (o en una placa de toque), agregue 2 a 3 virutas de Magnesio y unas gotas
de ácido clorhídrico concentrado. Observe el cambio de coloración
C. Cromatografía de capa delgada Utilice cromatofolio de sílica gel 60F254 (Merck) de
10 cm x 3 cm. Aplique 30 μ del extracto A a 1cm del borde inferior. La fase móvil es
acetato de etilo: metano : agua (100: 13.5: 10). Deje saturar la cámara cromatográfica
(diámetro: 8cm, altura: 11cm).
Coloque la placa cromatográfica en la cámara y deje hasta que la fase móvil se mueva
aproximadamente 8 cm del origen.
Puede también ensayar con el sistema acetato de etilo: ácido acético. Ácido fórmico:
agua (100:11:11:26).
La placa desarrollada se seca con aire caliente (puede utilizar una secadora de
cabello) y se visualiza en la lámpara de onda larga (366 nm) y/o se aspersa con una
solución de NP-PEG.
Observe las fluorescencias coloreadas nuevamente a la luz UV 366 nm después del
aspersado. Determine el valor de Rf de cada componente.
El agente cromogénico NP-PEG, consiste en (a) una solución metanólica al 1% de
difenilboriloxietilamina (NP) y (b) una solución etanólica al 5% de polietilenglicol – 400
(PEG). Se aspersa primero con (a), seguido de (b).

33. PRÁCTICA N°9:
ANALISIS QUINONAS ANTRAQUINONAS
OBJETIVOS
1. Reconocer la presencia de compuestos quinónicos y antraquinónicos en la
cochinilla.
2. Realizar las pruebas de identificación específicas para el reconocimientos de
quinonas y antraquinonas
INTRODUCCIÓN
De los derivados antracenicos existentes en la naturaleza, las antraquinonas son los
que presentan mayor interes farmacognostico. Son derivados de la dicetona del
antraceno, por lo tanto son dicetonas aromaticas procedentes de difenoles.
El grado de oxidacion de estos compuestos es variable. La forma antraquinona es la
mas oxidada, mientras que las antronas y sus formas tautomeras, antranoles, se
designan como formas reducidas. Estas ultimas son muy inestables y generalmente se
encuentran en la naturaleza en forma combinada con azucares formando heterosidos,
mientras que las antraquinonas pueden encontrarse libres.
Cuando las antraquinonas se encuentran en forma de O-heterosidos, por hidrolisis
acida originan, por una parte geninas que son di, tri o tetrahidroxi antraquinonas y por
otra parte los azucares correspondientes. Las antraquinonas suelen tener grupos
hidroxilos, bien en los carbonos 1 y 8 (actividad laxante) o bien en los carbonos 1 y 2
(actividad colorante).
Entre las Drogas mas ricas en antraquinonas tenemos: Hoja de Sen, Hoja de Aloe,
Corteza de Frangula, Corteza de Cascara Sagrada, Rizoma de Ruibarbo etc.
METODOOGÍA:
1. DETERMINACION CUALITATIVA DE ANTRAQUINONAS
Es importante recordar que las antraquinonas libres son solubles en disolventes
apolares (Cloroformo, Diclorometano, Eter etilico…), pero en forma de heterosidos o
en forma de sales alcalinas, son solubles en agua.
1) Determinación de antraquinonas libres: Reacción de Bornträger Las geninas
antraquinonicas en presencia de soluciones alcalinas dan coloracion roja al formarse
la sal correspondiente. Esta reaccion solo es valida para las formas oxidadas
(antraquinonas)

34. Técnica
1g de polvo de droga se trata con 1 ml de Diclorometano (para solubilizar las
antraquinonas libres) agitando durante 5 minutos. Filtramos en un tubo de ensayo y al
filtrado anadimos un volumen equivalente de solución acuosa alcalina (NaOH al 10%).
Agitamos y dejamos que se separen las dos capas. Si hay antraquinonas libres la
capa acuosa se colorea de rojo.
2) Determinación de antraquinonas combinadas en forma de heterósidos. En primer
lugar procedemos a hidrolizar el O-heterosido para obtener la antraquinona libre y asi
poderla identificar.
Técnica
Tomamos 1 g de polvo de droga y hervimos con 10 ml de agua (para solubilizar los
heterosidos) durante 5 minutos, al cabo de los cuales se deja enfriar y se filtra. Al
filtrado se le adiciona unas gotas de HCl al 20% y se vuelve a hervir unos minutos con
objeto de realizar la hidrolisis para liberar las antraquinonas combinadas. Se deja
enfriar y se anade diclorometano. Se forman dos fases. Agitamos y las antraquinonas
libres pasan a la capa de diclorometano. Anadimos una solucion acuosa alcalina, se
forma la sal correspondiente y esta al ser soluble en agua pasa a la capa acuosa y
además se colorea de rojo.
CUESTIONARIO
.En que forma suelen estar los derivados antracenicos en las drogas?
.Cuales son las principales propiedades fisico-quimicas y farmacologicas de estos
compuestos?

35. PRÁCTICA N°10:
ANÁLISIS CUMARINAS
OBJETIVOS
1. Reconocer las curaminas en la Ruta graveolens “Ruda”
2. Aprender el proceso de extracción de cumarinas.
INTRODUCCIÓN
Las cumarinas son productos naturales en base a los cuales se encuentra benzo α-
pirona ó α)- cromonas (lactona del ácido cis-orto-hidroxicinámico).
Son compuestos ampliamente distribuidos en el mundo vegetal, principalmente en las
familias Apiaceaeo Umbelliferae, Fabáceae, Rutaceae. En la naturaleza
frecuentemente se encuentran los derivados mas simples de cumarinas y
furanocumarinas. La cantidad principal de los representantes de compuestos de este
grupi se han encontrado en estado lubre y sólo en un número insginificamente en
forma de glicósidos. Las cumarinas se localizan en los diferentes órganos de las
plantas frecuentemente en las raíces, corteza y frutos siendo más abundante en estos
últimos. El contenido de cumarinas en las diferentes plantas varía desde 0.2 hasta el
10%, incluso a menudo se puede encontrar 5-10 cumarinas de diferentes estructuras
en una planta. Las cumarinas poseen propiedades anticoagulantes. El Dicumural fue
propuesto como medicamento para la profilaxis y cura de la trombosis y tromboflebitis.
En base al dicumarol se han obtenido preparados sintéticos que poseen propiedades
anticoagulantes mucho más altas.
Ciertas cumarinas poseen actividad fotodinámica, es decir, son capaces de aumentar
la sensibilidad de la piel a los rayos ultravioletas, por eso encuentran aplicación en la
terapia de vitiligio tales preparados como la amifurina de los frutos de ammi grande,
beroscal de los frutos de Pastinaca.
Las cumarians están biogenéticamente relacionadas a los fenilpropanoides como
flavonoides y ligninas así como a las sustancias derivadas del acetato, como
esteroides y terpenoides, ya que su biosíntesis transcurre por ambas vías: vía
Shikimato y vía Policétido del acetato.
La propiedad física más usual para reconocer una cumarina es la fluorescencia que
ellos desarrollan a la luz UV (366) y ampliamente utilizada es CCD.
La placa con extracto acetónico o etéreo con el sistema Hexano – EtOAc (3:1) se
observa en el visible, coloraciones amarilla y verdosas, en tanto que en el UV hay
fluorescencias: púrpura, verde, celeste.
Las cumarinas generalmente se encuentran en diversos tipos de plantas como
diferentes familias: apiaceae, rutaceae, umbellifereae, moraceae.
Los principales compuestos son: piranocumarinas (apio), umbelliferona/herniatina
(zanahoria), furanocumarinas/bergapteno/psoraleno (ruda, limón),
bergapteno/imperatorina (mullaca) y furanocumarina/xantotoxina (uva).
METODOLOGÍA
MATERIALES : Material de vidrio: 2 vasos de 250ml, bagueta, probeta. Equipos:
equipo Soxhlet, equipo CCD.
Reactivos: etanol, hidróxido de sodio, Diclorometano, Metanol, cloroformo, acetato de
etilo, hexano.
Obtención del extracto:
PRÁCTICA N°11:

36. ANÁLISIS TANINOS
OBJETIVO
1. Extracción de taninos
2. Determinación cualitativa de taninos
INTRODUCCIÓN
Los taninos son mezclas complejas de sustancias de origen vegetal y estructura
polifenolica, y tienen la propiedad de precipitar los alcaloides y las proteinas. Son
solubles en agua y precipitan con sales de metales pesados.
Se distinguen clasicamente dos grupos de taninos:
_ Condensados o catéquicos (polimeros resistentes a la hidrolisis).
_ Hidrolizables o pirogálicos (se hidrolizan en medio acido o alcalino o por via
enzimatica).
Las aplicaciones de las drogas con taninos derivan de sus propiedades astringentes.
Por via interna actuan como antidiarreinocs y antisepticos. Por vía externa
impermeabilizan las capas mas externas de la piel protegiendo asi las capas
subyacentes y tambien tienen un efecto vasoconstrictor sobre pequnos vasos. Son
hemostaticos y sirven como antidoto en caso de intoxicacion con alcaloides.
METODOLOGÍA
1. EXTRACCION:
Se pesa aproximadamente 1 g de droga en un vaso de precipitado con unos 50 ml de
agua y se hierve durante 5 minutos, asi los taninos presentes en la droga se
solubilizan en el agua. Se deja enfriar y se filtra con papel.
2. DETERMINACION CUALITATIVA
El filtrado recogido se reparte en tres porciones sobre las que se realizan los
siguientes ensayos:
1. Se comprueba el sabor astringente
2. Anadimos unas gotas de FeCl3 diluido, obteniendose un precipitado que nos
indicara la presencia de taninos. La coloracion del precipitado nos puede orientar si los
taninos son hidrolizables o condensados. Los hidrolizables suelen dar un precipitado
azul y los condensados un precipitado verde.
3. Reaccion de Stiasny: A la tercera porcion de filtrado anadimos unas gotas de HCl y
1 ml de formaldehido y se hierve unos minutos. La aparicion de un precipitado nos
confirmara la presencia de taninos condensados.

37. PRÁCTICA N°12:
DETECCIÓN DE ADULTERACIONES Y/O FALSIFICACIONES
EN DROGAS EN POLVO
OBJETIVO
1. Reconocer una droga en polvo y / o una falsificación a través de una marcha
que involucra pruebas organolépticas, microscópicas y químicas.
INTRODUCCIÓN
La identificación de material vegetal utilizado como producto fitoterapéutico, no deja de
ser un grave problema en el mundo de los productos naturales, uno de los tantos
inconvenientes es el manejo de los nombres vulgares o regionales de las plantas, el
desconocimiento del órgano o parte de la planta donde se encuentra el ó los principios
activos y finalmente el reconocimiento de drogas en polvo objeto de esta práctica.
METODOLOGÍA
El estudiante tomará una droga en polvo desconocida y sobre ella realizará pruebas
que lo conducirán a identificarla. Una prueba confirmativa involucra análisis
fisicoquímicos y espectrofotométricos más especializados y de alta confiabilidad, pero
con esta marcha se despejan dudas que generalmente conducen a descartar drogas y
a dar un diagnostico aproximado que puede llegar a ser preciso contando con un
patrón o estándar certificado.
DESARROLLO DE LA PRÁCTICA
1. ANÁLISIS ORGANOLÉPTICOS COLOR:
Blanco: goma arabiga y tragacanto
Amarillo: regaliz, jengibre, escila.
Marrón claro: ipecacuana. Opio, hinojo, genciana, cilantro, cardamomo.
Castaño claro: canela
Castaño oscuro: clavo, sábila
Anaranjado: ruibarbo
Verde: sen, digital, estramonio.
OLOR:
CARACTERÍSTICOS: jengibre, hinojo, genciana, cilantro, cardamomo, canela,
clavo
SABOR:
Aromático: cilantro, cardamomo, canela, clavo.
Aromático y picante: jengibre
Amargo: cuasia, genciana. aloes, quina, escila, sen, ruibarbo.
Dulce: regaliz.
Muestra (s) presuntiva: _______________________________
2. PRUEBAS QUÍMICAS RÁPIDAS
Solubilidad en agua:
Tomar en un tubo de ensayo aproximadamente un gramo de muestra, adicionar agua
en cantidad suficiente para cubrir la muestra; mezclar y dejar en reposo durante 15
min. Al cabo de este tiempo observar y sacar conclusiones.
Nota: los extractos acuosos y jugos concentrados se disuelven casi completamente, y
drogas como la goma arábiga, tragacanto y semillas de lino, ponen de manifiesto su
naturaleza gomosa o mucilaginosa.
Muestra presuntiva: _______________________________________________
Presencia de carbonato de calcio:
Tomar en un tubo de ensayo una pequeña cantidad de la muestra adicionar unas
gotas de ácido sulfúrico diluido, si hay presencia de carbonato de calcio como
adulterante, tiene lugar una efervescencia seguida de disolución.
Adulteración y/o falsificación: Muestra(s) con presencia de carbonato de calcio.
Si ___ No ___

38. Presencia de aceites fijos y/o aceites esenciales:
Aceites fijos: comprimir una pequeña cantidad de muestra en papel de filtro, si
aparece una mancha oleosa que persiste luego de someterla a calentamiento (50°C),
la muestra contiene aceite fijo. Ejemplo: lino, maní etc.
Aceites esenciales: se reconocen por su olor aromático y a la temperatura de 50°C
desaparece la mancha oleosa (la detección del aroma se puede apreciar al calentar la
muestra en el baño maría).
Muestra (s) Presuntiva: ____________________________________________
Prueba para Saponinas, Taninos y Antraquinonas:
En un tubo de ensayo tomar aproximadamente 0,5 g de muestra, adicionar
aproximadamente 15 ml de agua, agitar durante un minuto. Si aparece espuma
abundante sospechar la presencia de drogas que contienen saponinas, como: clavos,
nuez moscada etc.; hervir suavemente y anotar si aparece desprendimiento de aceite
esencial (por su olor aromático). Filtrar y dividir el filtrado en tres tubos de ensayo, dos
para la prueba de taninos y uno para la prueba de antraquinonas.
Filtrado 1: aproximadamente 1 ml.
Filtrado 2: aproximadamente 1 ml.
Filtrado 3: aproximadamente 5 ml.
Ensayo para taninos: agregar al filtrado 1, dos gotas de cloruro férrico (FeCl3) al 1%,
si aparece coloración de tonos azules a verdes pasando por el negro la prueba se
considera positiva para compuestos fenólicos. Al filtrado 2 agregar unas gotas de
gelatina sal, si hay formación de turbidez o precipitado la prueba se considera positiva
para taninos.
Ensayo para antraquinonas: agregar al filtrado 3, un mililitro de H2SO4 al 50%,
calentar al baño maría durante 15 minutos para producir la hidrólisis; enfriar la muestra
y realizar la extracción de las quinonas con 5 ml de tolueno (usar el tolueno bajo
campana extractora) agitar suavemente sin emulsionar, tomar 2ml de la fase orgánica
en un segundo tubo de ensayo, adicionar aproximadamente 1 ml de hidróxido de sodio
al 5% en amoníaco al 2%. Luego de agitar se obtiene un color rojo cereza en la capa
acuosa, lo que indica la presencia de quinonas en la muestra.
Presencia de taninos: borraja, salvia, canela, quina, clavo y ruibarbo entre otros.
Presencia de antraquinonas: áloes, ruibarbo, cáscara sagrada, sen.
Muestra (s) Presuntiva: ____________________________________________
3. OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA
ALMIDÓN:
Prueba microscópica: montar placa (porta objetos y cubreobjetos) en agua, observar al
microscopio, dibujar los gránulos que encuentre.
Observación visual con lugol: después de la observación microscópica, adicionar a la
placa una gota de lugol, colocarla sobre una superficie blanca y observar si los
gránulos se tiñen de azul, lo cual confirma la presencia de almidón en la muestra.
Ver estructuras en la consulta previamente realizada por el estudiante (Tratado de
Farmacognosia. Trease-Evans. 12 Edición).
Presencia de almidón. Si______ No_____
TRICOMAS EPIDÉRMICOS (PELOS) Y OXALATO DE CALCIO:
Montar placa (porta objetos) en hidrato de cloral, que es un reactivo que disuelve:
proteínas, almidón, resinas, aceites esenciales, y produce la expansión de células
retraídas. Calentar suavemente y observar:
Ver estructuras en la consulta previamente realizada por el estudiante (Tratado de
Farmacognosia. Trease-Evans. 12 Edición).
Presencia de oxalatos. Si______ No_____
PRESENCIA DE LIGNINA:
Montar placa (portaobjetos) en solución alcohólica de floroglucina y dejar secar;
agregar acido clorhídrico concentrado (HCl 37%), (usar el ácido clorhídrico bajo
campana extractora) usar este reactivo con precaución puede quemar y sus vapores

39. son tóxicos, colocar el cubreobjetos y observar; si los vasos no se tiñen de rojo
sospechar presencia de: jengibre o ruibarbo.
Presencia de lignina. Si____No____
De acuerdo con la siguiente tabla y con lo observado durante la realización de la
práctica identifique su muestra problema:

40. PRÁCTICA N°13:
EXTRACCIÓN Y SEPARACIÓN DE PRINCIPIOS ACTIVOS
EN PLANTAS MEDICINALES, MEDIANTE CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA
OBJETIVO
1. Utilizando la parte de la planta aprobada por el INVIMA, se realizara la
extracción y posterior identificación del metabolito secundario rutina presente
en las plantas asignadas para la práctica, por medio de la técnica de
cromatografía en capa fina. El metabolito separado sirve de indicador
(marcador) para corroborar la autenticidad de la planta medicinal utilizada y no
siempre es el responsable de la acción farmacológica.
METODOLOGÍA
Sobre el extracto de la planta asignada y/o una forma farmacéutica previamente
establecida, el estudiante procederá a la extracción y posterior identificación del
principio activo mediante la técnica de cromatografía en capa fina y de acuerdo al
método de extracción especificado para cada muestra.
A continuación se presenta un diagrama de un procedimiento cromatográfico, donde
se ilustran los pasos a seguir en una separación cromatográfica.
METODOLOGÍA
Muestra No 1 Flores de Pensamiento (Viola tricolor)
MÉTODO DE EXTRACCIÓN: tomar 1 gramo del material vegetal seco y molido y
extraer con etanol durante 10 minutos sobre un baño de agua a 60°C.
Filtrar y concentrar el filtrado para la cromatografía.
FASE ESTACIONARIA: Silica Gel GF-254
FASE MÓVIL: Acetato de etilo: Acido fórmico: Acido acético: Agua (100 : 11 : 11 : 26)
REVELADOR QUÍMICO: revelador de productos naturales, ácido difenilbórico
(solución 1) y polietilenglicol (solución 2).
REVELADOR FÍSICO: luz UV 365nm.
El extracto concentrado se siembra en placas cromatográficas, según instrucciones del
profesor y utilizando RUTINA como el patrón.
Luego de la siembra se introduce la placa en la cámara cromatográfica que contiene la
fase MÓVIL y se deja hasta alcanzar el frente del solvente.

41. PRÁCTICA N°14:
PRÁCTICA ESPECIAL: PRESENTACIÓN DE ALTERNATIVAS DE SOLUCIÓN A LA
PROBLEMÁTICA RELACIONADA CON EL USO INADECUADO DE LAS PLANTAS
MEDICINALES, COMO PROYECCIÓN A LA COMUNIDAD DE LOS FUTUROS
PROFESIONALES EN TECNOLOGÍA EN REGENCIA DE FARMACIA.
OBJETIVO
1. Tomar conciencia de la realidad y problemática de la venta de plantas
medicinales
2. Conocer las plantas que se comercializan en la ciudad de Arequipa
INTRODUCCIÓN

42. http://www.cofzaragoza.org/farm/anexos/boletines/BIFAR_2007/BIFAR%20101.pdf
http://bvs.sld.cu/revistas/far/vol45_3_11/farsu311.htm
http://gestiondelafarmacia.blogspot.com/
http://www.tipsdenutricion.com/articulos/recetas-nutritivas/
http://www.jano.es/jano/ctl_servlet?_f=11&iditem=998&idtabla=1
http://www.dominguezia.org.ar/volumen/index.php?Mostrar=25-1