productos naturales

UNIVERSIDAD NACIONAL ABIERTA Y A DISTANCIA – UNAD
ESCUELA DE CIENCIAS BÁSICAS, TECNOLOGÍA E INGENIERÍA
CONTENIDO DEL CURSO: 401551 – PRODUCTOS NATURALES
UNIVERSIDAD NACIONAL ABIERTA Y A DISTANCIA
ESCUELA DE CIENCIAS BASICAS, TECNOLOGÍA E INGENIERÍA
PROGRAMA DE QUÍMICA
GUÍA COMPONENTE PRÁCTICO
401551 – PRODUCTOS NATURALES
Curso metodológico de 3 créditos (con componente práctico presencial)
Preparado por:
FREY RICARDO JARAMILLO HERNANDEZ
Director Nacional de Curso Académico
Acreditador
FRANCISCO JAVIER GIRALDO
Acreditador de Curso Académico
DOSQUEBRADAS – RISARALDA
2014-2

1. ASPECTOS DE PROPIEDAD INTELECTUAL Y VERSIONAMIENTO
El presente documento denominado Guía de Componente Práctico para el curso de
Productos Naturales, ha sido preparada en el año 2014 por Frey Ricardo Jaramillo
Hernández M Sc. Química, tutor tiempo completo de la UNAD CCAV eje Cafetero desde
año 2005. Este documento es el producto de la compilación de información de diversas
fuentes disponibles en la Web y ajustadas a las condiciones y necesidades de manejo de
temáticas al interior del curso y contextualizada a las condiciones de laboratorio básico
para estudiantes del programa de Química y áreas de interés. El Químico Farmacéutico
Francico Javier Giraldo adscrito del programa de Química en el CEAD Medellín actúo
como revisor en los contenidos de la presente guía de laboratorio.
Este documento se puede copiar, distribuir y comunicar públicamente bajo las condiciones
siguientes:
• Reconocimiento. Debe reconocer los créditos de la obra de la manera especificada por el
autor o el licenciador (pero no de una manera que sugiera que tiene su apoyo o apoyan el
uso que hace de su obra).
• No comercial. No puede utilizar esta obra para fines comerciales.
• Sin obras derivadas. No se puede alterar, transformar o generar una obra derivada a partir
de esta obra.
• Al reutilizar o distribuir la obra, tiene que dejar bien claro los términos de la licencia de
esta obra.
• Alguna de estas condiciones puede no aplicarse si se obtiene el permiso del titular de los
derechos de autor
• Nada en esta menoscaba o restringe los derechos morales del autor.

2. INDICE DE CONTENIDO
Pág.
INTRODUCCIÓN
PRÁCTICA 1. REVISIÓN MÉTODOS BÁSICOS DE EXTRACCIÓN:
OPERACIONES BÁSICAS DE SEPARACIÓN DE SUSTANCIAS QUÍMICAS PARA
LA OBTENCIÓN DE PRODUCTOS NATURALES.
8
PRÁCTICA 2. MARCHA FITOQUIMICA PRELIMINAR. 20
PRÁCTICA 3. CROMATOGRAFIA. 34
PRÁCTICA 4. DETECCIÓN DE ÁCIDOS FENÓLICOS EN TEJIDOS VEGETALES. 48
PRÁCTICA 5. ANÁLISIS DE ACEITES ESENCIALES EN SEMILLAS. 55
PRÁCTICA 6. EXTRACCIÓN DE CAFEINA DE HOJAS DE TÉ NEGRO. 62
FUENTES DOCUMENTALES 69

3. CARACTERÍSTICAS GENERALES
Introducción El curso académico de Productos Naturales no ofrece solo la adquisicón de
conceptos e información de tipo teórica, sino que permite a sus estudiantes
entrar en contacto con la aplicación de dichos conceptos apoyados en los
procesos prácticos, a través de los cuales no solo realizará una práctica en la
que ciñe a un protocolo, sino que permitirá establecer habilidades prácticas en
el manejo de técnicas, protocolos y procesos propios en la obtención de
Productos Naturales de origen biológico, así mismo incentiva los procesos de
investigación mediante el ajuste de metodologías que permitan diseñar
propuestas de interés del área y bajo temáticas transversales a otras
disciplinas del conocimiento.
El proceso de laboratorio o practico estará asistido por un tutor, es de manera
presencial y se ajustará a la programación del CEAD o CCAV donde se
encuentre inscrito el aprendiente, donde el aprendiente mediante la tutoría del
funcionario acompañante, y el desarrollo de la propuesta de prácticas
(previamente revisadas y preparadas por parte del aprendiente), explorará los
conceptos básicos del Curso Académico de Productos Naturales, así mismo
el aprendiente a partir de los resultados desarrollará actividades tendientes a
la presentación y análisis de resultados soportados desde un contexto teórico-
práctico y debidamente referenciado en la literatura especializada en el área.
Justificación La Guía Componente Práctico del Curso Académico de Productos Naturales
se convierte en una oportunidad no solo académica para la adquisición de
habilidades y competencias en el desarrollo de protocolos y prácticas, sino en
la posibilidad de fortalecer diferentes campos de acción que se encuentran en
relación directa entre la química verde, los productos naturales y sus áreas de
aplicación. De igual manera, fortalecer procesos para el diseño de productos
de tipo natural que mediante un análisis apoyado en los conceptos químicos
posibilite el diseño de proyectos interdisciplinares y de un alto impacto positivo
en lo económico, ambiental, disciplinar y social.
Intencionalidades
formativas
Propósito: Integrar al aprendiente a la exploración práctica como estrategia
para la comprensión y apropiación de conocimientos en torno a la obtención,
fraccionamiento, purificación, elucidación y ensayos biológicos de los
Productos Naturales.
Objetivo: Apropiar conceptos y herramientas teórico – prácticos para la
producción, análisis, identificación y aplicación de metabolitos secundarios
obtenidos a partir de especies biológicas.
Meta: Aplicar conceptos básicos del área de la química en la producción,
análisis, identificación y aplicación de metabolitos secundarios obtenidos a
partir de especies biológicas.
Competencia: El aprendiente apropia, interpreta, analiza, extrapola, concluye
y propone de manera lógica y ordenada la aplicación de conceptos químicos
aplicados en los procesos, metodologías y técnicas utilizadas en la
producción, análisis, identificación y aplicación de metabolitos secundarios
obtenidos a partir de especies biológicas.

Denominación de la
Práctica
PRÁCTICA 1. REVISIÓN MÉTODOS BÁSICOS DE EXTRACCIÓN:
OPERACIONES BÁSICAS DE SEPARACIÓN DE SUSTANCIAS QUÍMICAS
PARA LA OBTENCIÓN DE PRODUCTOS NATURALES.
PRÁCTICA 2. MARCHA FITOQUIMICA PRELIMINAR.
PRÁCTICA 3. CROMATOGRAFIA.
PRÁCTICA 4. DETECCIÓN DE ÁCIDOS FENÓLICOS EN TEJIDOS
VEGETALES.
PRÁCTICA 5. ANÁLISIS DE ACEITES ESENCIALES EN SEMILLAS.
PRÁCTICA 6. EXTRACCIÓN DE CAFEINA DE HOJAS DE TÉ NEGRO.
PRÁCTICA 7. ENSAYOS BIOGUIADOS – PRACTICA ALTERNATIVA.
Número de horas 20
Porcentaje 20% (100 puntos/500 puntos)
Especificaciones del proceso evaluativo:
1. Desarrollo componente práctico: Ejercicio a desarrollar con el tutor
acompañante del componentepràctico. Valor total: 100 puntos.
Preinforme: 30 puntos
Informe final: 50 puntos
Desempeño en desarrollo del Laboratorio (incluido heteroevaluación
/cuando así se consideró): 20 puntos
2. Trabajo en Campus virtual: Actividades a desarrollar en campus virtual.
Valor Total 50 puntos.
Actividad 6: 15 puntos.
Curso Evaluado por
proyecto SI X NO _____

4. DESCRIPCIÓN DE PRÁCTICAS
MEDIDAS DE SEGURIDAD EN EL LABORATORIO DE QUÍMICA
Los aspectos que a continuación se referencian tienen por finalidad apoyar al aprendiente en el
debido desarrollo de las prácticas de laboratorio, minimizar riesgos de accidentes y proteger al
grupo de aprendientes en el desarrollo de las prácticas.
COMPORTAMIENTO PERSONAL EN EL LABORATORIO
1. Debe usarse bata o delantal en el laboratorio. Deberá estar abotonada. Con este se
protegerá la ropa de salpicaduras de sustancias que puedan dañarla.
2. Utilizar gafas de protección, en particular en aquellas reacciones que generan reacciones
vigorosas y las que pueden causar salpicaduras.
3. Llevar a laboratorio solo los elementos necesarios para el desarrollo de la práctica o
elementos personales.
4. Está prohibido ingerir alimentos al interior del laboratorio, así como utilizar el material de
éste para preparar o consumir alimentos, ya que puede estar contaminado con sustancias
tóxicas, irritantes o corrosivas.
5. Mantener una actitud de colaboración con el equipo o grupo de trabajo, procurar por
mantener el espacio de trabajo ordenado y limpio, tanto durante el desarrollo como al
finalizar la práctica.
6. Al finalizar la práctica asegúrese de dejar limpios el sitio de trabajo y los materiales
utilizados limpios; así mismo verificar que las llaves de paso de gas, agua y aire este
debidamente cerradas.
7. En caso de que llegara a ocurrir un accidente, avise inmediatamente a la persona
responsable del laboratorio sin gritar o escandalizar, y sigua las instrucciones que se le
den.
MANEJO DE SUSTANCIAS
1. Revisar con anterioridad a la práctica los procedimientos a desarrollar.
2. Manejar con precaución los reactivos que se disponen para la práctica. Debe seguir las
instrucciones que se indiquen.
3. Compruebe los rótulos de los recipientes de reactivos antes de hacer uso de ellos, y
etiquete correctamente los recipientes en los que se vayan a colocar.
4. Utilice propipetas o peras de hule para tomar reactivos con pipeta (Nunca utilice la boca
para pipetear).
5. Utilice una espátula par tomar las sustancias sólidas, cuidando siempre de utilizar una
espátula limpia al introducirla al frasco de las diferentes sustancias, a fin de no
contaminar.
6. Nunca pruebe o ingiera reactivos o productos que se obtengan en el laboratorio.
7. No debe manejar sustancias o material inflamable, volátil o explosivo en lugares cercanos
a donde haya flama.
8. Evite la exposición prolongada a gases irritantes o tóxicos, trabajando en un área con
suficiente ventilación.

9. Para percibir un olor, no acerque a la nariz el recipiente que contiene el producto, para
ello debe colocar el recipiente a una distancia de 15 a 20 cm de distancia de nariz y agite
el aire por encima de la boca del recipiente, atrayendo los aromas. Las pruebas olfativas
solo se realizan cuando así se indique.
MANEJO DEL MATERIAL DE LABORATORIO
1. Tratar el material de vidrio con cuidad, evite golpearlo o someterlo a cambios brusco de
temperatura.
2. No utilice material estrellado o en malas condiciones, ya que podría ocasionarle un
accidente.
3. Para encender mecheros de gas, acerque un cerillo encendido a la boca del mechero y,
después, abra lentamente la llave del gas hasta que se logre una llama de dimensiones
adecuadas. Enseguida gire el anillo inferior que regula la entrada de aire, hasta que
consiga una flama de color azul.
4. Para calentar una sustancia en un tubo de ensayo en la flama del mechero, tenga en
cuenta:
5. Que la cantidad de reactivos no exceda de aproximadamente la tercera parte de la
capacidad del tubo.
6. Que la flama quede en la base del tubo, manteniendo éste en un ángulo de 45° con
respecto a la mesa.
7. Que el extremo abierto del tubo esté en orientado en una dirección en la que no haya
ninguna persona, de modo que si llegara a salpicar, nadie sea alcanzado (empezando por
ti mismo).
8. En caso de contacto de alguna sustancia corrosiva o tóxica con la piel o con los ojos,
deberá lavar la parte afectada inmediatamente con abundante agua durante 5 minutos por
lo menos, bajo el chorro de agua.

PRÁCTICA No. 1. REVISIÓN MÉTODOS BÁSICOS DE EXTRACCIÓN: OPERACIONES
BÁSICAS DE SEPARACIÓN DE SUSTANCIAS QUÍMICAS PARA LA OBTENCIÓN DE
PRODUCTOS NATURALES.
Práctica disponible en:
http://www.google.com.co/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=12&ved=0CC4QFjABOAo&url=http%3
A%2F%2Fwww.biblioteca.upibi.ipn.mx%2FArchivos%2FMaterial%2520Didactico%2FManualProdNaturalesag
osto2010.pdf&ei=xwZ5Uq6CAfS2sASU7oHIBA&usg=AFQjCNGafh0vZFF7SCs2Q9bkTBVFwe63lg. Pág. 15.
Julio 16 de 2014.
Tipo de Práctica Presencial X Autodirigida Remota
Otra, Cuál?
Porcentaje de evaluación 16,6%
Horas de la Práctica 3
Temáticas de la práctica  Procesos extractivos a partir de fuentes biológicas.
 Metodologías para la determinación de solventes
óptimos.
 Procesos de Fraccionamiento.
Intencionalidades formativas
Propósito
Aplicar conceptos teóricos en los procesos experimentales para
identificar las características básicas de la Química Inorgánica.
Objetivo
Identificar cualitativamente las reacciones de compuestos
inorgánicos mediante técnicas de coloración a la flama.
Meta
El aprendiente identificará características básicas de los
compuestos inorgánicos y sus iones.
Competencia
Comprender mediante ensayos de laboratorio el concepto básico
de compuesto inorgánico y sus principales características.
Fundamentación Teórica
PROCEDIMIENTOS FÍSICOS.
La decantación, la filtración y la centrifugación son procedimientos físicos de separación de sustancias

químicas que permiten la separación de algún producto sólido que se encuentra mezclado con algún
líquido.
 Decantación:
Cuando en una solución, una sustancia sólida se precipita o es depositado en el fondo del recipiente, el
líquido puede retirarse cuidadosamente inclinando ligeramente el recipiente y llevando la fase líquida a
otro recipiente, de tal forma que se logre la separación de las dos fases, a este proceso se le llama
decantación. Cuando se tienen dos líquidos inmiscibles que forman 2 fases se utiliza un embudo de
separación para realizar la separación de fases.
Filtración:
El proceso de filtración consiste en separar una sustancia sólida que no precipita y por tanto se encuentra
suspendida en el seno del líquido, para ello se utiliza un filtro que generalmente es de papel y con ayuda
de un embudo normal se vierte el líquido sobre el papel filtro previamente colocado sobre el embudo y el
líquido es obtenido en un recipiente limpio. También puede utilizarse vacío para realizar la filtración, y
generalmente se requiere un embudo Büchner, el cual se coloca sobre un matraz Kitazato. Se coloca un
círculo de papel filtro (de poro adecuado a lo que se va a filtrar) en la base del embudo, el cual debe de
quedar perfectamente ajustado, de tal forma que cubra todos los orificios del embudo. Se humedece el
papel con un poco del líquido de la mezcla que va a ser filtrada. Se enciende el sistema de succión (de
agua o bomba para vacío). Se agrega la mezcla a ser filtrada. Después que ha pasado todo el líquido a
través del embudo al matraz, se apaga el sistema de vacío y se desconecta.
 Centrifugación:
Una centrífuga es un equipo que es capaz de aplicar una fuerza centrífuga sostenida, esto es, la fuerza
generada a través de la rotación. La presencia de una fuerza que tiende hacia una dirección exterior
siempre que una masa cambia su dirección, fue demostrada por Sir Isaac Newton en el siglo XVII, quien
mostró en sus leyes del movimiento, que cuando un cuerpo moviéndose libremente en una línea recta,
cambia y es dirigido en una curva, a través de una cuerda por ejemplo, entonces el cuerpo ejercerá una
fuerza exterior en contra de la cuerda. La intensidad de esta fuerza puede ser incrementada,
aumentando: a) la velocidad de rotación, b) la masa del cuerpo, c) el radio o la distancia del cuerpo al
centro de la curva. Por lo tanto, incrementando la masa o el radio, se intensifica la fuerza centrífuga
proporcionalmente, pero aumentando la velocidad de rotación se incrementa en proporción al cuadrado
de la velocidad.
En los procesos de separación de productos secundarios se utiliza para la concentración y purificación de
materiales en suspensión, disueltos en fluidos.
 Cristalización:
Es la técnica más simple y eficaz para purificar compuestos orgánicos sólidos. Consiste en la disolución
de un sólido impuro en la menor cantidad posible del disolvente adecuado en caliente. En estas
condiciones se genera una disolución saturada que al enfriar se sobresatura produciéndose la
cristalización. El proceso de cristalización es un proceso dinámico, de manera que las moléculas que
están en la disolución están en equilibrio con las que forman parte de la red cristalina. El elevado grado
de ordenación de una red cristalina excluye la participación de impurezas en la misma. Para ello, es
conveniente que el proceso de enfriamiento se produzca lentamente de modo que los cristales se formen
poco a poco y el lento crecimiento de la red cristalina excluya las impurezas. Si el enfriamiento de la

disolución es muy rápido las impurezas pueden quedar atrapadas en la red cristalina. Para la
cristalización de debe de considerar lo siguiente:
1) Deberá disolver al compuesto en caliente y no en frío;
2) Las impurezas deben ser completamente solubles o insolubles en el disolvente;
3) No deberá reaccionar con el material por purificar.
 Destilación:
a) Destilación simple
La destilación es un método comúnmente usado en la separación y purificación de líquidos.
Esencialmente consiste en la vaporización de la sustancia seguida por la condensación de vapores y
recolecta de ellos en otro recipiente. Diferentes tipos de destilación se usan dependiendo de los
compuestos a separar.
Un aparato de destilación simple se usa para destilar una sola sustancia o para separar líquidos con un
intervalo amplio en el punto de ebullición. La mezcla por separar se coloca en el matraz de destilación al
que previamente se le han colocado perlas de ebullición o pequeños trozos de tezontle lavados y
secados en la estufa a 100 ºC, se ensambla el aparato (como indica la figura) y se procede
a calentar el matraz; el componente más volátil hierve primero y más rápidamente; consecuentemente los
vapores de la mezcla son más ricos en este componente, que al pasar por el refrigerante, se condensan y
recolectan. Cuando disminuye la proporción de este componente en la mezcla, el vapor se enriquece con
el componente menos volátil; la temperatura del termómetro se incrementa y se utiliza otro matraz para
recolectar este componente.

Destilación Fraccionada:
En cuando los componentes de la mezcla líquida tienen puntos de ebullición cercanos, se utiliza una la
destilación fraccionada, un columna de fraccionamiento se empaca con un material inerte (perlas de
vidrio, fibra de vidrio o acero etc.) y se coloca en forma vertical al refrigerante, (ver figura 2). El
calentamiento de la mezcla en e matraz causa que los vapores ricos en el componente más volátil pasen
a través de la columna de fraccionamiento, el vapor al tocar el material de relleno frío, se condensa y
regresa hasta que toca una parte de la columna que ha elevado su temperatura, entonces vuelve a re-
evaporizarse. El nuevo vapor es más rico en el componente menos volátil. Este proceso de
condensación-revaporización se efectuará varias veces a lo largo de la columna y se condensa en el
refrigerante. Se observa que una destilación fraccionada es equivalente a varias destilaciones simples.
c) Destilación a presión reducida
Muchos de los productos naturales no pueden ser destilados a presión atmosférica debido a que se
descomponen al acercarse a su punto de ebullición. Este problema puede ser resuelto a través de una
destilación a baja presión ya que con ello se evita la descomposición de la muestra. La presión de vapor
de cualquier sustancia es una función directa de la temperatura, así, al disminuir la presión dentro del
aparato de destilación se abatirá el punto de ebullición. La destilación a presión reducida puede realizarse
con el rotaevaporador o bien con un equipo para destilación adaptado a una bomba de vacío.
d) Destilación por arrastre de vapor
La destilación por arrastre con vapor es una técnica que se emplea para separar sustancias que son
insolubles en agua y volátiles, de otras sustancias no volátiles. Es una técnica aplicada en la separación
de sustancias poco solubles en agua. La destilación por arrastre de vapor se emplea para separar una
sustancia de una mezcla que posee un punto de ebullición muy alto y que se descomponen al destilar.
También se emplea para purificar sustancias contaminadas por grandes cantidades de impurezas
resinosas y para separar disolventes de alto punto de ebullición de sólidos que no se arrastran. Este tipo
de destilación se emplea principalmente para la separación de aceites esenciales (ver figura 3).

d) Extracción contínua en Soxhlet
Esta forma de separación de metabolitos secundarios no es propiamente una destilación pero implica el
calentamiento de un solvente de tal forma que entre en contacto con el material biológico repetidas veces
y permite la extracción de sustancias de interés una vez que el solvente que esta en contacto con el
material biológico ya no presenta coloración, se considera que se ha llevado a cabo la extracción total y
se termina el proceso, en la figura 4 se muestra el equipo Soxhlet.

Descripción de la Práctica
CRISTALIZACIÓN
Para la cristalización de sustancias orgánicas se hace lo siguiente: el sólido impuro se disuelve en la
mínima cantidad de disolvente caliente. Las impurezas insolubles se eliminan por filtración de la solución
caliente. Se deja enfriar la solución lentamente a temperatura ambiente y luego en un baño de hielo o en
el refrigerador. En este lapso el material purificado se separa como cristales mientras que las impurezas
solubles permanecen en solución. Los cristales purificados se colectan por filtración. Cuando hay trazas
de contaminantes coloridos, se eliminan añadiendo carbón activado a la solución caliente antes de filtrar.
Para llevar a cabo la cristalización de la sustancia activa del fármaco se realizará el procedimiento
indicado en la práctica anterior y que se describe a continuación, utilizando paracetamol en lugar de
ibuprofeno:
1. Pesar 1 tableta de fármaco comercial y calcular la cantidad equivalente a 0,5 g de paracetamol.
2. Triturar en un mortero las tabletas necesarias, pesar la cantidad equivalente antes calculada de
material pulverizado, guardar cantidad sobrante para determinar punto de fusión, disolver el equivalente a
los 0.5 g de paracetamol en 10-20 mL de etanol agitar y filtrar, evaporar el filtrado hasta sequedad
calentando en baño maría. Cristalizar el residuo con 10 mL de acetona, separar los cristales, dejar secar
al aire y utilizar el residuo como sustancia problema, determinarle el punto de fusión a la pastilla completa
(sustancia problema 1-2), al residuo del papel filtro (sustancia problema
2) y a los cristales obtenidos (sustancia problema 1).Determine el punto de fusión del compuesto impuro y
del recristalizado.
DESTILACIÓN:
a).- Por Arrastre de vapor. Montar el aparato de destilación por arrastre de vapor, de acuerdo a al figura
3, colocar 700 mL de agua destilada en el matraz no. 1: generador de vapor y agregue cuerpos de
ebullición. En el matraz no. 2 coloque 65 g del hojas cortadas en trozos pequeños o la cantidad
equivalente para que se cubran las 3/4 partes del matraz. Al tapar este matraz, cuide que la conexión de
vidrio no se obstruya con los trozos del material biológico; pues de ser así, no habrá paso de la corriente
de vapor. Caliente con el mechero el matraz no. 1 hasta ebullición, con el fin de generar el vapor que
pasará al matraz no. 2, extrayéndose de esta manera el aceite esencial de material biológico utilizado; el
cual es inmediatamente arrastrado por el vapor de agua en un proceso de codestilación.
Suspenda el calentamiento cuando el volumen del destilado sea de 100 o 150 mL aproximadamente; de
este codestilado, extraiga totalmente el aceite esencial, mediante extracciones con acetato de etilo en un
embudo de separación, las fases acuosas se desechan y los extractos orgánicos se colectan en un
matraz Erlenmeyer o vaso de precipitados, agregue entonces la cantidad necesaria de sulfato de sodio
anhidro para eliminar el agua remanente. Elimine el disolvente con el
rotavapor, determine el volumen obtenido y el rendimiento. Conservar la muestra obtenida en
refrigeración perfectamente tapada. Con este extracto y los otros que obtenga de los siguientes
experimentos, haga una cromatografía en capa fina (c.c.f.) para comparar resultados.
b).- Extracción continua con equipo Soxhlet. Monte el equipo se la figura 4, en el matraz redondo de 500
mL coloque 300 mL de acetato de etilo. Llene el cartucho de celulosa con 6.5 g de té limón cortado en
pequeños trozos y colóquelo en la cámara de extracción. Caliente cuidadosamente hasta la ebullición del

acetato de etilo, cuyos vapores deberán condensarse en el refrigerante para caer sobre el material
biológico, se considera que una gota por segundo es en el condensado es idónea para la extracción. En
el momento en que la cámara de extracción se llena con el acetato de etilo, éste cae por diferencia de
presiones al matraz. Este proceso se repite continuamente de tal manera que cada vez se extrae mayor
cantidad del aceite esencial. El número de descargas del extracto puede variar en función de la cantidad
y calidad de la muestra, suspenda el calentamiento cuando ya no observe coloración del destilado en la
cámara de calentamiento, se dará por terminada la extracción.
Al finalizar, desmonte el equipo, pase a un vaso de precipitados de 500 mL, por medio de decantación y
filtración el extracto obtenido y séquelo con sulfato de sodio anhidro, decante el solvente, concentre a
presión reducida con ayuda del rotavapor, hasta que ya no tenga solvente, colóquelo en un vial y utilícelo
para la c.c.f. comparativa.
c).- Extracción continua directa. Montar el equipo para destilación simple, con el refrigerante colocado en
forma vertical, agregar en el matraz redondo de 500 mL, 300 mL de acetato de etilo y
65 g de té limón cortado en trozos, agregue cuerpos de ebullición. Caliente a reflujo durante 30 minutos
para extraer el aceite esencial (el tiempo de reflujo empieza a partir de que cae la primera gota de
disolvente condensado). Desmonte el equipo, decante y filtre el extracto obtenido. Séquelo con sulfato de
sodio anhidro y decántelo en un matraz limpio y seco. Concentre a presión reducida con ayuda del
rotavapor, dejando aproximadamente 5 mL del solvente concentrado. Colóquelo en un vial y utilícelo para
la cromatografía en capa fina (c.c.p.) comparativa.
Recursos a utilizar en la práctica (Equipos / instrumentos)
Materiales
1 Cristalizador
1 Vaso de precipitados de 50 mL
2 Parrillas eléctricas
1 Equipo para determinar el punto de fusión
1 Termómetro
1 Equipo Soxhet
1 Equipo para destilación a presión reducida o rotavapor
1 Equipo de destilación por arrastre con vapor
1 Equipo de destilación simple
3 Matraces Erlenmeyer de 25 mL
1 Matraz Erlenmeyer de 125 mL
2 Matraces Erlenmeyer de 250 mL
1 Probeta graduada de 25ML

1 Probeta graduada de 100 mL
2 Pipetas Pasteur con bulbo
1 Bomba para vacío
Mechero Bunsen
3 Embudo de separación
2 Frasquito con tapa
1 Embudo de tallo recto
1 Matraz bola de 250 mL
Piedras de ebullición
1 Embudo de tallo corto
1 Espátula
Reactivos
Acetona, pastillas de ibuprofeno, hojas de eucalipto, u hojas de te de limón, o canela (alumnos), piedras
de ebullición, acetato de etilo, Papel aluminio sulfato de de sodio anhidro, Papel filtro.
Software a utilizar en la práctica u otro tipo de requerimiento para el desarrollo de la práctica
No requiere software para la realización de la práctica.
Seguridad Industrial
Se referencian aspectos de seguridad en el laboratorio al inicio de la guía práctica del curso académico.
RESIDUOS Y SU MANEJO
Enfriar los trozos de material biológico y colocar en bolsa de papel de estraza, posteriormente depositar
en la basura.
Solventes orgánicos: Recuperar en frascos individuales para destilar y re-usar.
Metodología
Conocimiento previo para el desarrollo de la práctica.
El estudiante deberá revisar de manera Unidad I del módulo del curso en el que se incluyen los aspectos
relevantes con manejo de muestras biológicas y métodos extractivos.
Forma de trabajo:
Se organizarán grupos de trabajo (subgrupos) para el desarrollo del componente práctico, para lo cual

tendrán acceso a los materiales y reactivos y puedan desarrollar el trabajo práctico.
Antes de iniciar el proceso es importante que el tutor acompañante revise conceptos básicos requeridos
para el abordaje de la práctica.
Sistema de Evaluación
La nota definitiva del proceso práctico se obtiene mediante los siguientes valores porcentuales:
 20% preinforme de Práctica (individual): corresponde al diagrama de flujo de los procesos de
laboratorio, además deberán incluir los cálculos necesarios a cada práctica (cuando así corresponda). El
preinforme deberá ser entregado al iniciar la práctica de laboratorio, solo se recibirá en medio físico y de
manera individual. El diagrama que deben entregar deberá incluir la práctica a desarrollar. Este
preinforme es individual.
 30% Trabajo y desarrollo del componente práctico (Individual): se evaluará el desempeño en el
laboratorio, en el manejo y conocimiento de los procesos y claridad en los conceptos básicos en relación
a la práctica desarrollada.
 50% Informe de Laboratorio (Grupal): durante la inducción de la práctica se especificarán fechas de
entrega de informe final, formato de entrega de informe y contenido del mismo.

Informe o productos a entregar
PREGUNTAS Y EJERCICIOS
En una destilación
a) ¿Cuál es la función de los cuerpos de ebullición?
b) ¿Por qué no se debe poner más de la mitad del líquido en el matraz de destilación?
c) ¿Por qué debe colocarse el bulbo del termómetro a la altura del brazo lateral de la T de destilación?
d) En el refrigerante ¿Por qué entra el agua por abajo y sale por arriba?
e) ¿Qué precauciones se deben tomar al destilar líquidos muy flamables y volátiles?
2. ¿En qué casos es conveniente aplicar la decantación para la separación de fases?
3. ¿Para qué casos aplicaría una filtración por gravedad y cuando es necesario aplicar una filtración por
succión?
4. ¿Qué criterios aplicaría para seleccionar el poro del papel filtro que va a emplear en una filtración?
5. ¿Para qué caso(s) sustituiría la filtración por la centrifugación?

Rúbrica de evaluación
RUBRICA DE EVALUACIÓN DEL PREINFORME DE LABORATORIO
PUNTAJE MINIMO PUNTAJE MEDIO PUNTAJE ALTO PUNTAJE
TOTAL
PRESENTACION DEL DOCUMENTO
El documento presentado no se
presenta de manera ordenada y
acorde a normas de Icontec o
APA. (0 puntos)
El documento se presenta de
manera ordenada pero no
conserva normas básicas para
la presentación de trabajos
escritos. (1 puntos)
El documento es presentado
de manera adecuada,
ordenada y ajustado a las
normas de presentación de
documentos escritos. (3
puntos)
3
El documento tiene amplios
errores ortográficos, de redacción
y no hace uso apropiado de la
simbología química. (0 puntos)
El documento no presenta por
lo menos uno de los parámetros
relacionados con ortografía,
redacción y simbología
Quìmica. (1 puntos)
El documento presenta una
buena redacción, ortografía y
hace uso adecuado de la
simbología quìmica. (3
puntos)
3
CONTENIDO
No presenta diagrama de flujo(0
puntos)
Referencia la información pero
no corresponde a un diagrama
de flujo. (2puntos)
Presenta el diagrama de flujo
según el modelo establecido
o modelos equivalentes (5
puntos)
5
La información presentada como
diagrama de flujo no tiene orden
lógico ni es relevante en el
abordaje del tema (0 puntos)
La información presentada
como diagrama de flujo no
cumple con una de las siguiente
características: Orden y
relevancia de en la información
(2 puntos)
El diagrama de flujo plantea
información ordenada y
relevante (5 puntos)
5
No describe las principales
características de los reactivos a
utilizar en la práctica de
laboratorio. (0 puntos)
Enlista los reactivos y solventes
a utilizar en la práctica de
laboratorio, pero no las describe
según lo solicitad. (3 puntos)
Lista los reactivos, solventes
y materiales de mayor
relevancia a utilizar en la
práctica, además los
describe acorde a las
características de mayor
relevancia en cuanto a su
manipulación y cuidados (7
puntos)
7
BIBLIOGRAFÍA E INFOGRAFÍA
No se cita bibliografía que soporte
la temática abordada desde la
fundamentación teórica y/o
conceptual. (0 puntos)
Se cita bibliografía pero no se
relaciona dentro de la temática
abordada, ni conserva las
normas para citar las mismas.
(2 puntos)
Se cita bibliografía acorde a
la norma y se relaciona de
manera adecuada dentro del
soporte teórico y/o
conceptual de la temática
abordada. (4 puntos)
4
La bibliografía e infografía referida
en el documento es insuficiente y
desactualizada. (0 puntos)
La bibliografía referida en el
documento es suficiente (no
menos de 10 citas) pero esta
La bibliografía referida es
actualizada (no mayor a 5
años de antigüedad) y
suficiente y de carácter
científico (no menos de 10
citas). (3 puntos)
3
TOTAL 30
RUBRICA DE EVALUACIÓN DEL INFORME DE LABORATORIO
TOTAL

PRESENTACION
acorde a normas de Icontec o APA.
(0 puntos)
de manera adecuada,
puntos)
2
METODOLOGÍA
No describe el proceso
metodológico (0 puntos)
Describe el proceso
metodológico desarrollado, pero
no lo hace de manera clara y
detallada (1puntos)
Describe de manera clara y
detallada el proceso
metodológico desarrollado (3
puntos)
3
RESULTADOS
No presenta resultados. (0
puntos)
Presenta resultados, pero de
manera desordenada y poco
clara. (1 puntos)
Presenta resultados de
manera ordenada y clara. (2
puntos)
2
Los datos presentados en los
resultados no se ajustan a las
observaciones realizadas y a los
datos obtenidos. (0 puntos)
resultados se presentan
incompletos y no se ajustan a
las observaciones. (2 puntos)
resultados se ajustan de
manera adecuada a las
observaciones realizadas. (6
puntos)
6
ANALISIS DE RESULTADOS
No relaciona los datos obtenidos
de manera coherente y ordenada
los datos obtenidos. (0 puntos)
Relaciona los datos obtenidos
pero no lo hace de manera
coherente y ordenada. (2
puntos)
Los datos relacionados se
expresan de manera
ordenada y coherente. (5
puntos)
5
El análisis de datos presentado no
es el producto de los datos
relacionados. (0 puntos)
El análisis de datos presentado
solo se basa parcialmente en los
datos referenciados. (2 puntos)
El análisis de datos
presentado son el producto
de la relación e integración de
la totalidad de datos
referidos. (5 puntos)
5
El análisis de datos no es
soportado mediante información
comprobable. (0 puntos)
El análisis de datos se soporta
en información parcialmente
El análisis de datos se
soporta en información
comprobable o se apoya en
gráficos e imágenes
productos del proceso
experimental. (5 puntos)
5
CONCLUSIONES
Las conclusiones no son relevantes
y ni generan o conducen a la
generación de un nuevo
conocimiento o a la comprobación
de los ya establecidos. (0 puntos)
Las conclusiones son
relevantes y generan o
conducen a la generación de
un nuevo conocimiento o a la
comprobación de los ya
establecidos. (5 puntos)
5
Las conclusiones presentadas no
son claras ni se sustentadas en las
observaciones y datos recopilados.
(0 puntos)
Las conclusiones son claras,
pero no se ajustan a las
observaciones y datos
Las conclusiones son claras y
ajustadas a las
recopilados. (5 puntos)
5
Las conclusiones no se soportan
en los datos obtenidos, no se
soportan en los marcos teóricos y/o
conceptuales de la temática
Las conclusiones se soportan en
los datos obtenidos pero no en
los marcos teóricos y/o
soportadas en los datos
obtenidos y en los marcos
teóricos y/o conceptuales de
la temática abordada. (6
puntos)
6
normas para citar las mismas. (3
puntos)
soporte teórico y/o conceptual
de la temática abordada. (5
5

puntos)
TOTAL 50
Retroalimentación
El tutor acompañante de la práctica de laboratorio será el encargado de la retroalimentación del
componente práctico, y la nota obtenida en el proceso se ajustará a las rúbricas establecidas para
evaluación de preinforme e informe de laboratorio, así mismo se ajustará a los porcentajes planteados
para la evaluación del proceso práctico.

PRÁCTICA No.2. RECONOCIMIENTO DE METABOLITOS SECUNDARIOS
http://www.google.com.co/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=1&cad=rja&uact=8&ved=0CBoQFjAA&
url=http%3A%2F%2Ffarmacia.udea.edu.co%2F~ff%2Fmanual2008.pdf&ei=kybHU-
XGIvLIsAStmoC4Bw&usg=AFQjCNEnw275Efn1B7-Hn4PnBSyq86WAtw Julio 16 de 2014.
Otra, Cuál?
Temáticas de la práctica  Procesos extractivos a partir de fuentes biológicas.
 Metodologías para la determinación de solventes
óptimos.
 Procesos de Fraccionamiento.
Propósito
Apropiar técnicas de identificación preliminar (marcha fitoquímica
preliminar) de metabolitos secundarios presentes en fuentes
biológicas.
Objetivo
Distinguir y clasificar los principales metabolitos secundarios
presentes en tejidos vegetales por medio de pruebas químicas de
coloración
Meta
El aprendiente identificará y caracterizará los principales
metaboltios secundarios presentes en los tejidos vegetales
mediante técnicas propias de marcha fitoquímica preliminar.
Competencia
Adquirir habilidades básicas en los procesos de identificación
preliminar de metabolitos secundarios presentes en tejidos vivos.
Metabolitos Primarios:
Son los productos químicos necesarios para la vida, resultantes del metabolismo vital de todo ser vivo,
son: los carbohidratos, los lípidos, las proteínas y los ácidos nucleicos.

Metabolitos Secundarios:
Otros compuestos llamados metabolitos secundarios son subproductos de rutas metabólicas normales
que ocurren en ciertas especies, siendo particulares dentro de un grupo taxonómico, estado de vida o
tejido presentando una distribución restringida dentro del Reino Vegetal dando origen a la
quimiotaxonomía. Su ocurrencia depende de condiciones externas tales como ataques de patógenos,
predadores, cambios térmicos o lumínicos, deficiencias nutricionales o presencia de otros organismos
intra o interespecíficos. El metabolismo secundario es una característica fundamental de la
especialización, es decir que el compuesto resultante, puede no ser importante para la célula pero sí para
el organismo como un todo. Los metabolitos secundarios pueden ser bioactivos, pero no jugar un papel
esencial en los procesos fisiológicos del organismo. Algunos metabolitos secundarios son “residuos
bioquímicos”, es decir, productos de actividad enzimática de substratos no apropiados o productos de
destoxificación o desecho de importancia para la supervivencia y la buena condición de los organismos.
Con pocas excepciones, los metabolitos secundarios pueden clasificados dentro de cinco grupos, de
acuerdo con su base biosintética: fenilpropanos, acetogeninas, terpenoides, esteroides y alcaloides.
Reconocimientos de Metabolitos:
El reconocimiento de metabolitos secundarios se realiza por medio de pruebas fitoquímicas preliminares,
las cuales son una prueba química de caracterización consistente en una reacción química que produce
alteración rápida en la estructura molecular de un compuesto, por ejemplo, la modificación de un grupo
funcional, la apertura de un sistema anular, la formación de un ad ucto o un complejo, lo cual da por
resultado una manifestación sensible como el cambio de un color, la formación de un precipitado o el
desprendimiento de un gas, dándonos indicios de la presencia o ausencia de un metabolito secundario en
particular.
• Reconocimiento de Alcaloides:
Los alcaloides son sustancias básicas que contienen nitrógeno en un anillo heterocíclico, son derivados
de aminoácidos, presentan distribución taxonómica limitada y se encuentran en plantas superiores como
sales de un ácido org ánico.
Atendiendo a su solubilidad, propiedad empleada para extraerlos y purificarlos, la base del alcaloide es
soluble en solventes orgánicos y pueden formar sales solubles en solventes polares cuando se encuentra
en ácidos minerales diluidos.
• Reconocimiento de Flavonoides:

Los Flavonoides son compuestos polifenólicos con quince átomos de carbono, cuya estructura consta de
2 anillos de benceno unidos por una cadena lineal de tres carbonos. El esqueleto de los flavonoides se
representa por el sistema C6 –
C3 – C6.
• Reconocimiento de Cardiotónicos:
Una aglicona cardiotónica, estructuralmente esta constituida por el sistema anular esteroidal (ciclo
pentano perhidrofenantreno) con los grupos metilos C–18 y C-19, y un anillo lactónico α-β insaturado de
cuatro carbonos unido al carbono 17 del núcleo esteroidal.
Estas agliconas toman el nombre de cardenólidas por presentar acti vidad estimulante sobre el músculo
cardiaco, cuando están en forma de glicósidos.
• Reconocimiento de Saponinas:
Las saponinas son un grupo de glicósidos solubles en agua, que tienen la propiedad de hemolizar la
sangre y disminuir la tensión superficial d el agua, formando espuma abundante. Las saponinas por
hidrólisis se desdoblan en carbohidratos y una aglicona llamada sapogenina.

La sapogenina puede tener el sistema anular esteroidal o el de un triterpeno
pentacíclico. Los anillos E y F de la saponina estereoidal conforman el llamado sistema espirostanal. El
en lace glicosídico siempre se forma con el oxigeno del carbono 3.
Reconocimiento de Cumarinas:
Las cumarinas son un grupo muy amplio de principios activos fenólic os y tienen en común la estructura
química de 1-benzopiran-2-ona. Se caracterizan porque presentan fluorescencia bajo la luz ultravioleta a
365 nm.
Reconocimiento de Taninos:
Los taninos son productos de excreción de muc has plantas, involucrados en mecanismos de defensa de
las mismas, contra organismos parásitos. Se encuentran más comúnmente en hojas, ramas y debajo de
la corteza.
Químicamente los taninos son polímeros de polifenoles, sustancias con alto peso molecular
(comprendido entre 500 a 3000), se clasifican en:
Taninos Hidrosolubles o Pirogálicos: Son ésteres fácilmente hidrolizables formados por una molécula de
azúcar (en general glucosa) unida a un número variable de moléculas de ácidos fenólicos (ácido gálico o

su dímero, el ácido elágico). Son comunes de observar en plantas Dicotiledóneas.
Taninos no Hidrosolubles ó Condensados: Tienen una estructura química similar a la de los flavonoides.
Por hidrólisis dan azúcar y ácido elági co, algunos taninos condensados son conocidos como pro -
antocianidinas porque por hidrólisis ácida producen antocinidinas y leucoantocinidinas.
Reconocimiento de Esteroides y/o Triterpenoides:
Los esteroides son compuestos cuya estructura presenta el sistema anular del ciclopentano
perhidrofenantreno, metilos en los carbonos 10 y 13 y un radical lineal en el carbono 17.
• Reconocimiento de Quinonas:
Las quinonas son dicetonas cíclicas insaturadas que por reducción se convi erten en polifenoles, siendo
reversible esta reacción. Las quinonas derivan su nombre del miembro más simple de la serie: la p -
benzoquinona obtenida en 1838 por Woskresensky, como producto de oxidación del ácido quínico.

Las quinonas, por el sistema aromático que dan al reducirse se pueden clasificar en Benzoquinonas,
Naftoquinonas, Antraquinonas (las más numerosas) y Fenantroquinonas (las menos numerosas).
• Reconocimiento de Antocianinas:
Las antocianinas son pigmentos fla vonoides que se comportan como indicadores ácido – base debido al
proceso:
Estos pigmentos suelen presentarse en forma de glucósidos, lo que explica su solubilidad en agua y la
fácil extractabilidad por solventes acuosos. Se encuentran en la savia de las plantas, y a menudo en
forma de sólidos amorfos o cristalinos en las hojas de tejido leñoso y frutos. Su color esta algunas veces
enmascarado pro otros pigmentos, como la clorofila.
1. Recolectar y preparar las muestras frescas
2. Reconocimiento de alcaloides
Desmenuzar finamente en un mortero, unos 10 g. de muestra fresca y colocarlos en un erlenmeyer.
Añadir un volumen suficiente de HCl al 5% para que toda la muestra esté en contacto con la solución
ácida. Calentar con agitación al baño maría durante unos 5 minutos. Enfriar. Filtrar.
Colocar en 4 tubos de ensayo 2 ml de filtrado ácido frío. Añadir a cada uno 2 gotas de los reactivos de
Dragendorff, Mayer, Valser y Reineckato de amonio. Si se observa turbidez o precipitados en por lo

menos 3 tubos, se considera que la muestra contiene alcaloides.
Nota: antes de realizar el ensayo con la muestra biológica, ensayar con un estándar de quinina en
solución ácida.
3. Reconocimiento de Flavonoides. Leucoantoc ianidinas y Cardiotónicos
En un erlenmeyer colocar unos 10 g. de muestra fresca finamente desmenuzada.
Añadir un volumen suficiente de alcohol etílico que cubra toda la muestra y le confiera fluidez. Calentar al
baño maría durante unos 5 minutos, con agita ción.
Enfriar. Filtrar. Si hay presencia de clorofilas, al filtrado añadirle un volumen igual de solución de acetato
de plomo al 4% que contenga ácido acético al 0.5 %, agitar, dejar reposar 15 minutos y filtrar. Con el
filtrado realizar ensayos de reconocimiento de flavonoides, leucoantocianidinas y cardiotónicos.
a) Ensayo para flavonoides
Colocar varias limaduras de magnesio en un tubo de ensayo. Añadir unos 2 ml del filtrado y por la pared
del tubo, gota a gota dejar caer varias gotas de HCl concentrado. La aparición de colores naranja, rosado,
rojo o violeta es prueba positiva para la existencia de flavonoides en la muestra.
Nota: antes de realizar el ensayo con la muestra biológica, ensayar con un estándar de rutina o
quercetina en solución acuo -alcohólica.
b) Ensayo para Leucoantocianidinas
Colocar unos 2 ml del filtrado en un tubo de ensayo. Añadir 1 ml de ácido clorhídrico concentrado.
Calentar en baño de agua hirviendo durante 15 minutos.
La aparición de coloraciones rojas es prueba positiva d e la existencia de leucoantocianidinas en la
muestra.
c) Ensayo para Cardiotónicos
En un tubo de ensayo colocar 1 ml de filtrado. Añadir 0.5 ml de Reactivo de Kedde (mezclar 1 ml de
solución A con 1 ml de solución B para preparar este reactivo antes de su uso). La aparición de
coloraciones violetas o púrpuras es prueba positiva de la existencia de cardiotónicos en la muestra.
4) Ensayo para saponinas
Desmenuzar con ayuda de un mortero unos 10 g de muestra fresca, con ayuda de unos pocos ml de
agua. Filtrar. Agitar en un tubo de ensayo tapado, unos 4 ml de filtrado acuoso, vigorosamente durante un
minuto. La formación de una espuma abundante y estable es prueba presuntiva de la presencia de
saponinas en la muestra.
5) Ensayo para taninos
Desmenuzar con ayuda de un mortero unos 10 g de muestra fresca, con ayuda de unos pocos ml de
agua. Filtrar. Tomar 1 mL de filtrado acuoso en un tubo de ensayo. añadir 1 ml del Reactivo Gelatina -Sal.
Si se forma un precipitado, centrifugar a 2000 RPM durante 5 minutos. Des echar el sobrenadante.
Redisolver el precipitado en 2 mL de Urea 10M. Añadir 2 -3 gotas de solución de cloruro férrico al 10%.
La formación de precipitado al agregar el reactivo de gelatina, y la aparición de colores o precipitados

verdes, azules o negros e s prueba positiva de la presencia de taninos en la muestra.
6) Ensayo para Triterpenoides y/o esteroides
Moler la muestra vegetal seca. Agregar un volumen suficiente de cloroformo o
diclorometano y extraer por agitación. Filtrar. Si el filtrado es turbio contiene humedad, secarlo agregando
sulfato de sodio anhidro y filtrar. En un tubo de ensayo limpio y completamente seco, colocar 1 ml de
filtrado orgánico. Añadir 1 ml de anhídrido acético. Por la pared del tubo y con mucha precaución, dejar
resbalar 1-2 gotas de ácido sulfúrico concentrado. La formación de colores azules, violetas, rojos o
verdes es prueba positiva de que la muestra contiene Esteroides y/o Triterpenoides.
7) Ensayo para Quinonas
Ensayo con una fracción:
Colocar en un tubo de ensayo unos 5 ml de filtrado acuoso. Añadir 1 ml de peróxido de hidrógeno al 20%
y 1 ml de ácido sulfúrico al 50%. Calentar la mezcla en un baño de agua hirviendo durante 15 minutos.
Enfriar. Añadir 5 ml de tolueno.
Agitar sin emulsionar. Recuperar la fase toluénica. Trasvasar 2 ml fase toluénica a un tubo de ensayo.
Añadirle 1 ml de una solución de NaOH al 5% con amoniaco al 2%. Agitar sin emulsionar. Si la capa
acuosa toma una coloración rosada a roja intensa es prueba positiva de la presencia de quinonas en la
muestra.
Ensayo directo:
Colocar 5 g de muestra fresca (ó 1 g de muestra seca y molida), en un sistema de reflujo, agregar 25 ml
de HCl 5%. Reflujar 5 minutos. Dejar enfriar y filtrar. Con el filtrado acuoso proceder como se describe
para el ensayo con una fracción acuosa.
8. Reconocimiento de Antocianinas
En un erlenmeyer colocar unos 100 g. de muestra fresca finamente desmenuzada.
Añadir unos 200 ml de agua. Calentar a ebullición durante unos 5 minutos. Filtrar.
Ensayo
En un tubo de ensayo colocar 2 ml de f iltrado. Añadir 1 ml de NaOH diluido.
Observar el color formado.
En otro tubo de ensayo colocar otros 2 ml de filtrado. Añadir unas 6 gotas de un ácido mineral diluido.
Observar el color formado. -
Las antocianinas se reconocen por producir diferentes color es a diferentes pH.
9. Reconociemiento de Cumarinas.
En un tubo de ensayo grande colocar 1 g de material vegetal fresco y macerado y agregar cantidad

suficiente de etanol comercial que cubra el material vegetal.
Cubrir la boca del tubo de ensayo con un pa pel filtro blanco y sujetarlo con unas pinzas para tubo de
ensayo o con una banda elástica. Agregarle unas gotas de NaOH diluido en el papel filtro que cubre la
boca del tubo de ensayo. Calentar hasta ebullición el tubo de ensayo por 5 minutos, enfriar y r etirar el
papel filtro.
Observar bajo luz ultravioleta a 365 nm la aparición de una coloración fluorescente que puede ser: verde,
amarilla, roja en el papel filtro.
Nota: El papel filtro normalmente se observa azul fluorescente bajo la luz ultravioleta de 365 nm.
Material Vegetal:
Plantas con alcaloides: Datura sp. (borrachero), hojas y flores.
Catharantus roseus (cortejo), hojas.
Hojas de tabaco, té.
Plantas con flavonoides: Pétalos de rosas rojas y amarillas.
Pétalos de lirio africano.
Plantas con saponinas: Hojas de Agave sp.(penca sábila).
Fruto de Solanum quitoense (lulo).
Cáscara de Dioscorea ssp. (ñame).
Plantas con taninos: Hojas de plantago (llantén). Hojas de guayaba
Té (Thea sinensis), hojas.
Uvas (Vitis vinifera).
Plátano o guineo (Musa ssp.).
Agallas de alepo (Querquis ssp.).
Corteza de casco de vaca (Bahuinia picta).
Plantas con esteroides: Semillas de Glicine max (soya).
Aceite de oliva (Olea europeae).
Plantas con cardiotónicos: Azuceno de la habana, hojas.
Plantas con antocianinas: Repollo morado.
Hojas de guardaparque.

Moras.
Uvas sin hollejo.
Plantas con quinonas: Ruibarbo (rizomas)
Reactivos
150 ml HCl al 5%
1 ml peróxido de hidrógeno al 20%
50 ml Acetato de plomo al 4% con ácido acético al 0.5%
2 ml Urea 10Mgotas de FeCl3 al 10%
2 ml de ácido sulfúrico al 50%
2 ml de solución NaOH al 5% con amoniaco al 2%
R. Dragendorff, Valser, Mayer y Reineckato de amonio.
R. gelatina-sal
R. Kedde soluciones A y B
200 ml etanol
50 ml diclorometano
5 ml benceno
2 ml anhídrido acético
Acido sulfúrico concentrado
Acido clorhídrico concentrado
5 papeles de filtro
limaduras de magnesio
sulfato de sodio anhidro
Materiales
centrifuga 2000 RPM y 2-4 tubos
cuchillo.

en la basura.
Metodología
Forma de trabajo:

De qué manera la relación planta ecosistema afecta la presencia de metabolitos secundarios dentro de
sus tejidos? Que permite una marcha fitoquímica preliminar? Como se puede potenciar la presencia de
metabolitos secundarios en los tejidos vegetales? Las marchas fitoquímicas preliminares son aplicables a
extractos obtenidos de fuentes diferentes a las plantas?
TOTAL
APA. (0 puntos)
de manera adecuada,
puntos)
3
puntos)
3
CONTENIDO
puntos)
de flujo. (2puntos)
puntos)
5
abordaje del tema (0 puntos)
características: Orden y
(2 puntos)
5
puntos)
7
(2 puntos)
4

citas). (3 puntos)
3
TOTAL 30
TOTAL
PRESENTACION
(0 puntos)
de manera adecuada,
puntos)
2
METODOLOGÍA
Describe el proceso
detallada (1puntos)
puntos)
3
RESULTADOS
puntos)
clara. (1 puntos)
puntos)
2
puntos)
6
puntos)
expresan de manera
puntos)
5
5
5
CONCLUSIONES
5

(0 puntos)
ajustadas a las
5
puntos)
6
puntos)
puntos)
5
TOTAL 50
Retroalimentación

PRÁCTICA No.3. TÉCNICAS GENERALES DE AISLAMIENTO, SEPARACIÓN Y
PURIFICACIÓN (CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA Y EN COLUMNA)
http://www.google.com.co/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=1&cad=rja&uact=8&ved=0CBoQFjAA&
url=http%3A%2F%2Ffarmacia.udea.edu.co%2F~ff%2Fmanual2008.pdf&ei=kybHU-
XGIvLIsAStmoC4Bw&usg=AFQjCNEnw275Efn1B7-Hn4PnBSyq86WAtw Julio 16 de 2014.
Otra, Cuál?
Temáticas de la práctica  Tipos de cromatografía.
 Cromatografía de Capa Fina.
 Cromatografía de Columna.
Propósito
Identificar las principales variables a tener en cuenta en el
momento de realizar procesos cromatográficos como métodos de
identificación, fraccionamiento y purificación de Productos
Naturales.
Objetivo
Apropiar las principales técnicas cromatográficas para el análisis
preliminar de extractos biológicos.
Meta
El aprendiente aplicará y apropiará las principales técnicas
cromatográficas para el seguimiento, fraccionamiento y
purificación de Metabolitos secundarios obtenidos desde extractos
Biológicos.
Competencia
Adquirir habilidades básicas para el diseño de marchas
cromatográficas requeridas en el proceso de fraccionamiento y
purificación de metabolitos secundarios a partir de Extractos
Biológicos.

CROMATOGRAFÍA
La cromatografía (chromo= color y graphie=escritura, escribir en colores) fue inventada el 1903 por el
botánico ruso Mikhail Tswe tt.
Ismailov y Scraiber utilizaron láminas de vidrio para colocar capas muy delgadas de alúmina y luego
aplicaron extractos vegetales, dando así la primera forma de cromatografía de capa fina. Egon Stahl
(1956) dió el nombre de cromatografía de capa fina, estandarizó los procedimientos, equipos y
adsorbentes dando un auge a esta técnica simple, económica y eficiente.
TERMINOLOGÍA
• Fase Estacionaria (Adsorbente)
Es una de las dos fases que forman un sistema cromatográfico. Puede ser un sólido, un gel o un líquido.
Si es un líquido, puede estar distribuido en un sólido, el cual puede o no contribuir al proceso de
separación. El líquido puede también estar químicamente unido al sólido (Fase Ligada) o inmovilizado
sobre él (Fase Inmovilizada). Los adsorbentes má s utilizados son Silica gel (se utiliza en el 80% de las
separaciones)
• Óxido de Aluminio ó Alúmina (ácida, neutra ó básica)
• Tierra Silícea ó Kieselguhr
• Celulosa (Nativa o micro-cristalina)
• Poliamidas.
Estos sorbentes varían en tamaño de partícula, día metro del poro, homogeneidad y pureza.
• Fase Móvil (eluente)
Es el fluido (solvente o mezcla de solventes) que se filtra a través o a lo largo del lecho estacionario (fase
estacionaria), en una dirección definida. Puede ser un líquido (Cromatografía Líquid a), un gas
(Cromatografía de Gases) o un fluido supercrítico (Cromatografía con Fluido Supercrítico). Cuando se
utiliza un líquido como fase móvil mediante una serie eluotrópica (Tabla 1) se escoge la mejor
combinación de solventes miscibles para una buena separación cromatográfica de una muestra en sus
componentes.

Serie eluotrópica de solventes
Hidrocarburos «ligeros» (éter de petróleo, hexano, heptano. etc.)
Ciclohexano
Tetracloruro de carbono
Tricloroetileno
Tolueno
Benceno
Diclorometano
Cloroformo
Eter etílico
Acetato de etilo
Acetona
n-Propanol
Etanol
Metanol
Agua
 Muestra
Mezcla consistente en cierto número de componentes, cuya separación se pretende en el lecho
cromatográfico al ser arrastrados o eluidos por la fase móvil.
Componentes de la Muestra
Los constituyentes químicamente puros de la muestra. Pueden no ser retenidos por la fase estacionaria
(es decir, no retardados), retenidos parcialmente (es decir, eluidos a tiempos diferentes) o retenidos
permanentemente.
CLASIFICACIÓN DE LA CROMATOGRAFÍA
Clasificación de acuerdo a la forma del lecho cromatográfico
 Cromatografía en Columna

 Cromatografía Plana
Clasificación de acuerdo al estado físico de la fase móvil
 Cromatografía de Gases (GC)
 Cromatografía Líquida (LC)
 Cromatografía con Fluido Supercrítico (SFC)
Clasificación de acuerdo al mecanismo de separación
 Cromatografía de Adsorción
 Cromatografía de Reparto
 Cromatografía de Intercambio Iónico
 Cromatografía de Exclusión
 Cromatografía de Afinidad
Técnicas especiales
 Cromatografía con Fase Invertida
 Cromatografía con Fase Normal
 Análisis Isocrático
 Elusión con Gradiente
 Cromatografía Bidimensional
CROMATOGRAFÍA EN COLUMNA (CC)
Es una técnica de separación en la que el lecho estacionario está contenido dentro de un tubo de vidrio
vertical. La muestra es aplicada líquida o sólida (adsorbida por fase la estacionaria). Posteriormente se
agrega el eluente por la parte superior del tubo cromatográfico y se recogen volúmenes definidos por el
analista de eluente luego de ser eluído por el tubo cromatográfico, separando una muestra en sus
componentes como se ilustra en la figura 1:

CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA (CCF)
Es la técnica de separación en la qu e la fase estacionaria está sobre un plano formando una capa de
partículas sólidas extendida sobre un soporte, tal como una placa de vidrio o aluminio ((Thin Layer
Chromatography, TLC), la muestra es aplicada en puntos o en banda, para posteriormente ser e luída
dentro de un tanque cromatográfico como se ilustra en la figura 2.
Si los componentes de la muestra (manchas) no son coloreados, se requiere de métodos que nos
permitan visualizarlos componente presentes. Este procedimiento también se conoce este como
“revelado de la placa”.
El revelado de las placas se puede realizar mediante dos métodos:
• Método químico (por inmersión o rociado de reactivos coloreantes). Se obtienen derivados coloreados o
fluo rescentes de los componentes de la muestra.
• Método físico (ópticos). Generalmente se utiliza mediante la radiación con luz UV a la placa
cromatográfica a 254nm y/o 365nm.
La cromatografía en capa fina como método cualitativo y cuantitativo, siempre requiere contar con un
estándar de referencia para comparar su valor de factor de retardo (Rf) y el color de la mancha del

estándar al ser revelada con agentes químicos, con los datos experimentales obtenidos.
El factor de retardo (Rf) es un valor relativo par a cada sustancia y depende de las condiciones
cromatográficas con que se haya trabajado (fase móvil, fase estacionaria, eluente y el tiempo de
saturación). Se define como el cociente entre la distancia recorrida por el centro de la mancha y la
distancia re corrida simultáneamente por la fase móvil como se ilustra en la figura 3.
Rf para la mancha 1 = a / X
Rf para la mancha 2 = b / X
Rf para la mancha 3 = c / X
Los valores de Rf siempre son menores o iguales a uno (Rf = 1).
CAROTENOIDES
Los tetraterpenoides más conocidos son los pigmentos liposolubles amarillos –rojos denominados
carotenoides, los cuales se encuentran ampliamente distribuidos en el reino vegetal y en diversos tipos
de tejidos. Se conocen al go más de 400 carotenoides. A los pigmentos hidrocarbonados se les denomina
CAROTENOS, y a los oxigenados XANTOFILAS. Se conocen también tetraterpenos incoloros como el
fitoeno y el fitoflueno, pero han sido menos estudiados que los carotenoides. La única diferencia
estructural entre los tetraterpenoides coloreados e incoloros es el mayor número de enlaces dobles
conjugados en los primeros.
Los tetraterpenoides, a diferencia de otras clases de terpenoides, no poseen sistemas anulares
complejos y son acíclic os, mono- o biciclicos. Los miembros acíclicos contienen básicamente el siguiente
esqueleto:

Debe notarse que la molécula es simétrica a cada lado de la línea punteada y puede racionalizarse como
la unión de dos radicales diterpénicos tipo fitilo. Las variaciones se introducen por enlaces dobles y
grupos funcionales tales como hidroxilos, epóxidos, carboxilos, etc. A medida que se aumenta el número
de enlaces dobles se incrementa la posibilidad de isomerismo CIS-TRANS, y muchos de los problemas
de la química de los carotenoides proviene de la dificultad para distinguir y separar isómeros geométricos
de este tipo. La mayoría de los carotenoides nativos son todo trans, y al nombrarlos se asume por defecto
que tienen la configuración trans a menos que se cite la geometría cis.
La ciclización puede ser a uno o ambos lados de la cadena. Cuando solo hay ciclización en uno de los
extremos se les denomina carotenoides del tipo IONONA:
Algunos pigmentos como la bixina y la crocetina tienen menos de 40 carbono s pero se clasifican como
carotenoides porque las peculiaridades de su estructura sugieren que se derivan de la degradación de
carotenoides, en lugar de producirse a partir de unidades más pequeñas. Los apo -carotenoides son
compuestos C -27 o C-30 derivados probablemente de la degradación de Xantofilas.
Hasta el momento no ha sido asignada ninguna función general a los carotenoides.
Existen indicios de que son receptores de luz para el fototropismo. Como los pigmentos florales podrían
participar en la atracc ión de insectos, pero principalmente se cree que funcionan como pigmentos de
cloroplastos de las hojas. Hasta cierto grado la luz absorbida por los carotenoides puede transferirse a la
ferredoxina o la clorofila, donde es usada para la fotosíntesis. Tambié n se tienen evidencias de que los
carotenoides protegen a la clorofila contra la fotodestrucción por luz de corta longitud de onda p. ej:
Longitudes de onda cercanas a 400 nm donde tanto las clorofilas como los carotenoides absorben
intensamente. Las plantas albinas carecen de carotenoides y clorofilas bajo condiciones normales de
crecimiento, pero bajo luz débil son capaces de acumular clorofila. En condiciones normales de luz la

clorofila se destruye rápidamente porque los carotenoides no están presentes para protegerla.
El carotenoide más ampliamente distribuido es el BETA-caroteno, el cual constituye casi el 0.1% de las
hojas verdes secas. La luteína es la xantofila más importante de hojas y puede encontrarse en mayores
concentraciones que el Alfa-caroteno. La mayoría de carotenoides tienen la misma cadena central del B-
caroteno y difieren solamente en las porciones correspondientes a los dos anillos.
. Deshidratación
En un erlenmeyer seco se colocan unos 30 g. de tejido fresco triturado finamente en un mortero. Se
añade un volumen suficiente de etanol al 95% para que recubra la muestra. Se calienta a ebullición sobre
un baño maría durante 5 minutos. Se filtra en caliente con un algodón, procurando que la masa
semisólida quede libre del solvente.
b. Extracción
A la masa semisólida se adiciona un volumen suficiente de diclorometano (también puede usarse
cloroformo) en una campana de extracción y se remueve con una varilla de vidrio para que el solvente
extraiga los carotenoides.
Debe tenerse precaución con el manejo de estos solventes pues son bastante volátiles y algunos son
muy tóxicos.
El extracto se filtra. El residuo sólido se puede reextraer varias veces con el fin de obtener el mayor
rendimiento posible. Los extractos filtrados se juntan, se trasvasan a un embudo de separación y se
añade si es necesario un volumen de solución de NaCl saturada. La fase orgánica se recupera, se seca
con sulfato de sodio anhidro y se filtra. El filtrado con los carotenoides se concentra hasta un volumen
aproximado de 5 ml, mediante aplicación de calor suave (40 -50 °C) y vacío. El extracto concentrado de
carotenoides se tapa y se guarda para protegerlo de la luz, la humedad, el calor y el aire.
c. Selección de otra fase móvil El extracto de carotenoides se a nalizar por CCF con la serie eluotrópica
siguiente:
• n-Hexano
• n-Hexano/Acetato de Etilo 4:1
• Acetato de etilo

Utilizar como reveladores en su orden los siguientes, dibujando lo más precisamente posible, y anotando
en cada caso las observaciones como colores, fluorescencia, manchas:
• A simple vista
• Luz UV 254 nm
• Luz UV 366 nm
• Vapores de yodo
d. Fraccionamiento cromatográfico y análisis espectral Con el mejor eluente seleccionado previamente,
proceder a realizar el fraccionamiento a escala mayor del extracto por cromatografía en columna CC ó
cromatografía en capa preparativa CCP. Las fracciones coloreadas se recogen (ó se raspan en el caso
de la CCP), se enumeran y se les determina su espectro visible en el rango de 3 50 a 550 nm. Es
importante tener en cuenta que para de terminar el espectro cada compuesto debe estar disuelto en
hexano, y no tener residuos de otros solventes.
La Tabla 2 muestra los Rf y los máximos de absorción (en éter de petróleo) de varios carotenoides
comunes. La figura 2 muestra el espectro visible d el licopeno obtenido de una muestra de tomate rojo.
Material Vegetal:
• 30g de muestra vegetal fresca triturada o rallada (Tomate de aliño rojo, Pimentón verde-rojo, zanahoria,
Pimentón rojo, ahuyama, mango cáscara roja, pasta de tomate, salsa de tomate, espinacas, etc.)
Muestra vegetal fresca triturada o rallada (Tomate de aliño rojo, pimentón verde-rojo, zanahoria, pimentón
rojo, ahuyama, mango, pasta de tomate, salsa de tomate, etc.)
Reactivos y Materiales
• Erlenmeyer 250 ml
• Sílica gel para columna
• 1 columna de cromatografía
• n-hexano puro (ó éter de petróleo)
• Acetato de etilo puro
• Metanol ó etanol para extraer (destilado)
• Algodón o gasa

• Papel filtro
• Sulfato de sodio anhidro 15g.
• Capilares
• Tubos de ensayo limpios
• Lápiz de grafito
• Tanque para cromatografía
• Baño María
• Rotaevaporador
• Mortero con pistilo
• Licuadora
• Espectrofotómetro UV-Visible
• Etanol puro 50mL.
Erlenmeyer 250 ml
Sílica gel para columna
1 columna de cromatografía
N-hexano puro (ó éter de petróleo)
Acetato de etilo puro
Etanol para deshidratar
Algodón
Papel filtro
Sulfato de sodio anhidro 15 g.
Capilares
Tubos de ensayo limpiosy secos
Reactivo de Carr —Price
Lápiz de grafito

Frasco para cromatografía
Rotavapor
Mortero con pistilo
Licuadora
Espectrofotómetro UV-Vísible
NOTA= Consultar los carotenoides presentes en el material vegetal asignado para esta práctica y su color
antes de ir a la sección de clase.
en la basura.
Metodología
Forma de trabajo:


Debe incluir nombre vulgar y científico de la muestra analizada, parte de la planta analizada, familia
vegetal, análisis de los valores Rf y los espectros visible comparándolos con los reportados en la
literatura. Informar cuáles carotenoides se logró identificar.
TOTAL
APA. (0 puntos)
de manera adecuada,
puntos)
3
puntos)
3
CONTENIDO
puntos)
de flujo. (2puntos)
puntos)
5
5

abordaje del tema (0 puntos) características: Orden y
(2 puntos)
puntos)
7
(2 puntos)
4
citas). (3 puntos)
3
TOTAL 30
TOTAL
PRESENTACION
(0 puntos)
de manera adecuada,
puntos)
2
METODOLOGÍA
Describe el proceso
detallada (1puntos)
puntos)
3
RESULTADOS
puntos)
clara. (1 puntos)
puntos)
2
puntos)
6
puntos)
expresan de manera
puntos)
5

5
5
CONCLUSIONES
5
(0 puntos)
ajustadas a las
5
puntos)
6
puntos)
puntos)
5
TOTAL 50
Retroalimentación

PRÁCTICA No. 4. DETECCIÓN DE ÁCIDOS FENÓLICOS EN TEJIDOS VEGETALES.
http://www.google.com.co/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=12&ved=0CC4QFjABOAo&
url=http%3A%2F%2Fwww.biblioteca.upibi.ipn.mx%2FArchivos%2FMaterial%2520Didactico%2FMa
nualProdNaturalesagosto2010.pdf&ei=xwZ5Uq6CAfS2sASU7oHIBA&usg=AFQjCNGafh0vZFF7SC
s2Q9bkTBVFwe63lg. Julio 16 de 2014
Otra, Cuál?
Temáticas de la práctica  Identificación Ácidos Fenólicos.
Propósito
Adquirir referentes conceptuales y prácticos que permitan
identificar la presencia de metabolitos secundarios en muestras
biológicas.
Objetivo
Determinar los ácidos fenólicos en tejidos Vegetales.
Meta
El aprendiente identificará tecnicas y características
fundamentales para la identificación de metabolitos secundarios
de tipo fenólicos en muestras vegetales
Competencia
Identificará con propiedad la presencia de ácidos fenólicos dentro
de los extractos de muestras biológicas.
Los compuestos fenólicos incluyen un amplio grupo de substancias vegetales que poseen como
característica común un anillo aromático que contiene uno o más sustituyentes hidroxilos. Como los
compuestos fenólicos son todos aromáticos, muestran una intensa absorción en la región UV del
espectro electromagnético.
Los compuestos fenólicos tienden a ser solubles en agua, sin embargo frecuentemente en los

organismos vivos se encuentran combinados con azúcares como glucósidos y por lo tanto generalmente
están ubicados en las vacuolas de los vegetales.
Tanto los fenoles libres como los ácidos fenólicos son considerados como grupo único ya que la mayoría
de las veces se identifican juntos durante el análisis fotoquímico de las plantas. Los ácidos p-
hidroxibenzóico, vainíllico y siríngico se encuentran usualmente presentes en las angiospermas, sin
embargo, en las gimnospermas se ha indicado que el ácido siríngico está ausente. Otros ácidos como el
salicílico o el o-protocatecuíco son característicos de las Ericáceas.
Colocar hojas (5-10 g aproximadamente) del material vegetal elegido; también puede analizarse un
helecho o el cuerpo fructífero de un hongo. En cada caso, sumergir los trozos del tejido en un matraz
Erlenmeyer de 250 mL con HCl 2M (cantidad suficiente para que cubra las hojas) y calentar por 1 hora en
un baño de agua hirviente. Enfriar, decantar y extraer la fase acuosa con acetato de etilo en el embudo
de separación (3 lavados con 20 mL cada uno). Separar el extracto orgánico y concentrar a sequedad en
el rotaevaporador. Disolver cada residuo en 1-2 gotas de etanol de 95%. Analizar por cromatografía en
capa fina cada extracto hidrolizado, para ello utilizar placas de sílicagel de 25 mm y desarrollar la
cromatografía, por duplicado utilizando ácido acético-cloroformo (1:9) como eluyente. En las placas
cromatográficas colocar también patrones de ácidos vainíllico, phidroxibenzóico y siríngico. Después de
desarrollar las placas, dejarlas secar, observarlas bajo luz ultravioleta y en seguida revelarlas primero con
el reactivo de Folin y luego con vapores de amoniaco, además de otros reveladores indicados por el
profesor (Ver apéndice 2 para su preparación). Los ácidos aparecerán como manchas azules o malva en
un fondo blanco con el reactivo de Folin. Verificar la presencia de ácido siríngico en el tejido de
angiospermas y notar la ausencia de ácidos de este tipo en el tejido de plantas inferiores o
gimnospermas.
Material Vegetal:
Hojas frescas de angiospermas y gimnospermas (alumno), Acetato de etilo, Acetona, cloroformo, Ácido
acético, Hidróxido de amonio 2M, Ácido p-hidroxibenzóico, Ácido vainíllico, Ácido siríngico, Ácido
salicílico, Reactivo de Folin, ácido clorhídrico 2 M (500 mL), etanol de 96°
Reactivos y Materiales
5 Tubos para resonancia
2 Matraces Erlenmeyer 250 mL
1 Probeta graduada de 50 mL
2 Vasos de precipitados de 100 mL 2 Vasos
de precipitado de 10 mL

1 Embudo de separación de 150 mL 1
Cámara cromatográfica con tapa
1 Baño de agua con temperatura controlada
1 Lápiz suave
1 Regla de plástico de 30 cm
1 Vaso de precipitados de 50 mL
1 Soporte Universal y anillo
Rotaevaporador
Lámpara de Luz UV
Cromatoplacas de silicagel de 20X20cm
en la basura.
Metodología
Forma de trabajo:

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