Libro de Prácticas de 4º de Anatomía Patológica. FPII.

PROCESO DE TEJIDOS Y CITOPREPARACIÓN
UNIDAD DIDÁCTICA 1
INTRODUCCIÓN A LA ANATOMÍA PATOLÓGICA.
1.- INTRODUCCIÓN.
2.- CONCEPTO.
2.1. Anatomía Macroscópica.
2.2. Anatomía Microscópica.
2.3. Anatomía Submicroscópica.
2.4. Biología Molecular.
3.- DEFINICIÓN DE ANATOMÍA PATOLÓGICA.
4.- TÉCNICAS EN ANATOMÍA PARA LA OBTENCIÓN DE LA MUESTRA.
4.1.- Autopsia o necropsia:
4.1.1.- Anatomo-Patológicas.
4.1.2.- Médico Legal o Judicial.
4.2.- Biopsia:
4.2.1.- Biopsia quirúrgica.
4.2.2.- Biopsia en patología médica.
4.3.- Citologías.
CFGS Anatomía Patológica y Citología 1

1.- INTRODUCCIÓN.
Etimológicamente, anatomía proviene de la palabra griega anatomé, que significa
diseccionar, cortar de una forma organizada.
2.- CONCEPTO.
Anatomía es la ciencia que se encarga del estudio de la estructura de los cuerpos
organizados, y que a su vez, para su estudio la dividiremos en:
2.1. Anatomía Macroscópica.
Es la encargada de estudiar la estructura que podernos distinguir a simple vista.
2.2. Anatomía Microscópica.
Es la que estudia la estructura que no podernos distinguir a simple vista, sino a través de
instrumentos que proporcionan aumentos de estas estructuras, haciendo visibles para el ojo
humano, dichos instrumentos son los microscopios y entre estos señalaremos:
EL MICROSCOPIO ÓPTICO Y EL MICPOSCOPIO DE POLARIZACIÓN.
2.3. Anatomía Submicroscópica.
Se encarga de determinar la estructura de las macromoléculas que forman parte de la
constitución esencial de las células. Los instrumentos más utilizados son:
EL MICROSCOPIO ELECTRÓNICO-SISTEMAS DE DIFRACCIÓN DE RAYOS X.
2.4. Biología Molecular.
Se encarga del estudio molecular e intramolecular de los constituyentes de nuestras
células (átomos).
3.- DEFINICIÓN DE ANATOMÍA PATOLÓGICA.
Anatomía Patológica, es la ciencia que se encarga del estudio de las alteraciones
macroscópicas, microscópicas, submicroscópicas e incluso moleculares, que sufren los
órganos, tejidos o células de nuestro organismo.

4.- TÉCNICAS EN ANATOMÍA PARA LA OBTENCIÓN DE LA MUESTRA.
Para poder estudiar las lesiones anatomo-patológicas, el primer problema que se nos
presenta es la obtención de la muestra patológica.
Esta puede realizarse mediante los siguientes métodos:
4.1.- Autopsia o necropsia.
Esta se realiza para confirmar o descubrir la causa de la muerte de un individuo
investigando directamente el cadáver y abarcando este estudio a todo el organismo.
Existen dos tipos de autopsias según su función:
4.1.1.- Anatomo-patológicas.
Investiga el cadáver para estudiar la causa de la muerte, observando las alteraciones de
órganos y tejidos, y cómo esos trastornos anatómicos pueden haber provocado o
desarrollado el cuadro clínico o enfermedad que ha presentado el sujeto.
4.1.2.- Médico Legal o Judicial.
Estudia las lesiones o alteraciones anátomo-patológicas cuyo descubrimiento puede llegar a
esclarecer la causa de la muerte en un caso jurídico, por lo que hay que revelar no sólo la
razón de la muerte, sino sobre todo si el fallecimiento ha sido debido a una causa criminal o
a cualquier otra circunstancia que permita identificar a su autor.
Las técnicas y métodos empleados en ambas, son los mismos aunque la finalidad sea
distinta.
4.2.- Biopsia.
Se diferencia de la necropsia, en que el estudio se realiza en pacientes vivos (bios=vida,
opsis=visión).
Consiste en tomar porciones de tejidos con fines diagnósticos y por tanto sin finalidad
curativa.
Existen diversos tipos de biopsias, como:
4.2.1.- Biopsia quirúrgica.
Es aquella que precisa de una intervención quirúrgica para su realización. A su vez puede
ser dos tipos:
 Por axéresis: Se procede a la resección total de una pieza sospechosa para
proceder a su examen histológico.

 Peroperatoria, extemporánea o intraoperatoria: Se toma una muestra de tejido
sospechoso, el cual es llevado inmediatamente al laboratorio, donde mediante un
diagnostico rápido con cortes por congelación, se averigua si se trata de un proceso
benigno o maligno, siguiendo el quirófano preparado para la extirpación total en
caso de que el diagnostico fuera de malignidad.
Si el diagnóstico es benigno se pueden tomar más muestras para acabar
confirmando con las técnicas rutinarias del laboratorio.
4.2.2.- Biopsia en patología médica.
No es necesaria una intervención quirúrgica (ejemplo biopsia por punción), en las que se
utilizan agujas de pequeño diámetro.
4.3.- Citologías.
Se pueden incluir dentro de la anterior. Las muestras que se toman son las células
descamadas y que podemos encontrar en distintas cavidades orgánicas: cavidad pleural,
cavidad peritoneal, etc.
El método para la obtención de estas células generalmente es la biopsia por punción,
exceptuaríamos el caso de las citologías vaginales.

UNIDAD DIDÁCTICA 2
DISOLUCIONES, CONCENTRACIONES, pH.
1.- INTRODUCCIÓN.
2.- FORMAS DE EXPRESAR LA CONCENTRACIÓN.
2.1.- Porcentaje en peso.
2.2.- Porcentaje en volumen:
2.2.1.- Porcentaje peso/volumen.
2.2.2.- Porcentaje volumen/volumen.
2.3.- Gramos/litro.
2.4.- Molaridad.
2.5.- Normalidad.
2.6.- Molalidad.
3.- pH INTRODUCCIÓN. DISOCIACIÓN DEL AGUA.
4.- CONCEPTO DE pH.
5.- MEDIDAS DEL pH.
5.1.- Método colorimétrico.
5.2.- Método potenciométrico.

1.- INTRODUCCIÓN.
Un aspecto fundamental del laboratorio es la preparación de disoluciones y reactivos que
luego van a utilizarse en las diferentes técnicas analíticas.
Los componentes son dos: DISOLVENTE Y SOLUTO.
El DISOLVENTE es el medio continuo (líquido) donde se da la dispersión y el SOLUTO es la
sustancia que se ha dispersado y de distribución discontinua.
La concentración es la relación entre cantidades de soluto y disolvente o entre soluto y
disolución.
2.- FORMAS DE EXPRESAR LA CONCENTRACIÓN.
2.1.- Porcentaje en peso.
El porcentaje en peso (P/P) indica la cantidad de soluto presente en 100 g de una disolución.
Si se disuelven 5 g de KCl en 95 g de agua se obtiene una disolución de KCl del 5%
(peso/peso).
2.2.- Porcentaje en volumen:
2.2.1.- Porcentaje peso/volumen.
Indica los gramos de soluto presentes en 100 ml de disolución. Para preparar una disolución
de KCl del 5 % (P/V), se pesan 5 g de KCl, se transfieren a un matraz aforado de 100 ml y
se añade agua hasta el aforo.
2.2.2.- Porcentaje volumen/volumen.
Indica los ml de soluto, líquido en este caso, presentes en 100 ml de disolución. Para
preparar 500 ml de etanol del 80 % (V/V), se toman 400 ml de alcohol absoluto se ponen en
una matraz de 500 ml y se llena con agua destilada hasta el aforo.
2.3.- Gramos litro.
Esta unidad expresa el peso de soluto contenido en un volumen de mezcla, siendo la forma
más corriente la expresión gramos por litro. Para preparar un litro de una disolución de KCl,
cuya concentración sea 6.8 g/l se pesan 6.8 g de KCl, se colocan en un matraz aforado de
1000 ml y se enrasa hasta el aforo.

2.4.- Molaridad.
La molaridad expresa el número de moles de soluto contenidos en 1 litro de disolución. Una
disolución molar (M) es aquella que contiene 1 mol de soluto en 1 litro de disolución. Un mol
de una sustancia es igual a su peso molecular en gramos.
Pm
g
mol =
Por ejemplo, 1M de NaOH es la que contiene 39.9 g de NaOH en 1 litro de disolución.
(Pm (NaOH)=39.9).
Si desea preparar 100 ml de una solución 0.5 M de NaOH se pesan 1.99 g de NaOH, se
colocan en un matraz aforado de 100 ml y se completa hasta el aforo:
( ) ( ) ( ) NaOHg1.999.391.00.5g
1000
100
39.9
g
0.5 =⋅⋅=⇒=
Cuando se trata de líquidos hay que tener en cuenta la densidad y riqueza en peso del
producto. Así por ejemplo si se quieren preparar 250 ml de HCl 1 M a partir del
concentrado comercial r=1.18 g/ml y riqueza en peso del 35%, deberemos calcular:
1º) Molaridad del HCl comercial. Según la densidad 1 litro (1000ml) pesan 1180 g y según la
riqueza por cada 100 g de HCl hay 35 g puros.
g/l413x
x
1180
35
100
=⇒=
El peso molecular del HCl es 36.5 g/mol, por lo tanto la molaridad será
M31.11
5.36
413
=
2º) Aplicar la fórmula de las disoluciones C'V'CV ⋅=⋅ , donde:
CV ⋅ = volumen y concentración de la disolución concentrada.
C'V'⋅ = volumen y concentración de la disolución diluida.
El volumen y la concentración a ambos lados de la ecuación deben expresarse en las mismas
unidades.

( ) ( ) ( ) oconcentradHClml2.44V125011.91V =⇒⋅=⋅
Se toman 44.2 ml de HCl comercial concentrado, se llevan a un matraz aforado de 250 ml y
se enrasa con agua destilada hasta el aforo.
2.5.- Normalidad.
La normalidad expresa el número de equivalentes por gramo do soluto contenidos en 1 litro
de disolución. El equivalente por gramo de una sustancia es igual a su peso molecular
dividido por su valencia, expresado en gramos.
disoluciónL
g-eq
N
valencia
Pm
g
g-eq ==
Cuando la valencia de una sustancia es 1 sus soluciones poseen la misma molaridad y
normalidad. La normalidad y la molaridad están relacionadas por la fórmula:
sustancia)ladevalencia(vvMN =⋅=
Una solución (N) es aquella que contiene un equivalente por gramo de soluto en 1 litro de
disolución. Así por ejemplo una solución que contiene 37.04 g/l de Ca(OH)2 de
Pm=74.09 g/mol y valencia 2 es 1 N.
Si se desean preparar 500 ml de una disolución 0.3 de Ca(OH)2.
( ) ( ) ( ) 2Ca(OH)g55.504.375.03.0g
1000
500
37.04
g
0.3 =⋅⋅=⇒=
Se pesan 5.55 g de Ca(OH)2 se llevan a un matraz aforado de 500 ml y se completa con
agua destilada hasta el aforo.
Cuando se trata de líquidos como ya so ha indicado en la molaridad hay que tener en cuenta
la densidad y riqueza en peso del producto de partida.
2.6.- Molalidad.
La molalidad expresa el número de moles de soluto contenidos en 1 kilogramo de disolvente.
Una disolución molal (m) es aquella que contiene un mol de soluto por kg de disolvente.

3.- pH: INTRODUCCIÓN. DISOCIACIÓN DEL AGUA.
El agua es un electrolito débil. Sólo una pequeñísima fracción de moléculas se disocia en los
iones H+
y OH-
. La disociación se puede describir en términos de un equilibrio químico.
[ ] [ ]
[ ]
[ ] [ ] [ ]-
2
2
-
-
2
OHHOHK
OH
OHH
KOHHOH
⋅=⋅
⋅
=+⇔
+
+
+
En este equilibrio se cumple:
[ ] [ ] 14-
10OHH =⋅ −+
este es el denominado “producto iónico del agua”.
En el agua pura, las concentraciones molares de H+
y OH-
son lógicamente iguales
[ ] [ ] 7-
10OHH == −+
Si en una disolución aparece un exceso de hidrogeniones [H+
] o de hidroxiliones [OH-
] la
concentración del ión complementario disminuye, de modo que el producto de las
concentraciones mantiene su valor constante de 10-14
.
Ejemplo: si a un litro de agua pura se añaden 0.01 moles (10-2
) de HCl (electrolito fuerte,
por tanto totalmente disociado), la concentración total de hidrogeniones será:
[ ] [ ] [ ] OHHOH101010H -
2
2-2-7-
+↑⇔−+= ++
en consecuencia, la concentración de hidroxiliones será:
[ ] [ ] [ ]
[ ]10OH
OH1010
12-
2-14-
=
⋅= −

Se observa que la presencia de una concentración de tan sólo 0.01 M de HCl ha elevado la
concentración de hidrogeniones [H+
] de 10-7
a 10-2
.
4.- CONCEPTO DE pH.
El pH se define como el logaritmo de la concentración de hidrogeniones, con el signo
cambiado.
[ ]
[ ] pH
-
10H
OH-logpH
−+
=
=
Ejemplos:
1. El agua pura tiene una concentración de hidrogeniones [H+
] = 10-7
:
[ ] 710-logpH 7-
==
Si expresamos la concentración de hidrogeniones como potencia de 10, el pH es
igual al exponente con el signo cambiado.
2. Una disolución 0.1 M de HCl (ácido fuerte, totalmente disociado y por tanto la
concentración de hidrogeniones [H+
] coincide con la del ácido), contiene [H+
] = 10-1
[ ] 110-logpH 1-
==
3. Una disolución 0.01 M de NaOH (base fuerte, totalmente disociada y cuya
concentración de hidroxiliones [OH-
] coincide con la base), contiene:
[OH-
] = 10-2
M
[H+
] ∙ [10-2
] = 10-14
[H+
] = 10-12
pH = 12
Las disoluciones ácidas tienen un pH inferior a 7 y las alcalinas, superior a 7. Es decir,
cuando mayor es la H menor es el pH.
Cuando los ácidos y las bases están sólo parcialmente disociados se les llama ácidos o bases
débiles y por lo tanto el pH de sus disoluciones depende del grado de disociación.
5.- MEDIDAS DEL pH.

El pH se suele medir por dos métodos:
5.1.- Método colorimétrico.
Este método nos da una medida aproximada del pH por medio de un
papel indicador. Es un papel absorbente impregnado con una
sustancia o mezcla de sustancia cuya coloración varía con el pH. A
estas sustancias se las llama indicadores y suelen ser ácidos o
bases débiles cuyas formas disociada y sin disociar tienen
coloraciones distintas. Al cambio gradual de color se le llama viraje
y el color resultante se compara con una escala patrón que
acompaña al papel indicador.
5.2.- Método potenciométrico.
Por este método se efectúan medidas
más precisas del pH. Se realiza
mediante unos potenciómetros llamados
“peachímetros”. El pH-metro mide una
diferencia potencial entre el llamado
“electrodo de referencia” y un
“electrodo de vidrio”. Diferencia que
depende de la concentración de
hidrogeniones de la disolución que se
analiza. El pH se lee directamente en la
escala o registro del aparato. Para que
el pH-metro de resultados fiables se
tiene que calibrar periódicamente con
disoluciones patrón de pH conocido.
UNIDAD DIDÁCTICA 3
BALANZAS, LA PESADA, MÉTODOS.
1.- INTRODUCCIÓN.
2.- BALANZAS DE PRECISIÓN.

3.- BALANZAS ELECTRÓNICAS.
4.- BALANZA GRANATORIO.
4.1.- Cruz de balanza.
4.2.- Platillos.
4.3.- Horquilla Palanca.
4.4.- Caja de Pesas.
5.- SENSIBILIDAD DE UNA BALANZA.
6.- MÉTODOS DE PESADA.
6.1.- Método directo.
6.2.- Método de Gauss o doble pesada.
6.3.- Método de Borda o de sustitución.
7.- NORMAS GENERALES PARA EL MANEJO DE LA BALANZA.
1.- INTRODUCCIÓN.
Las balanzas son sistemas de análisis utilizados en los laboratorios, para la medida de la
masa de las distintas sustancias.
Existe gran variedad de tipos de balanzas. Las más utilizadas para pequeñas masas de gran
sensibilidad son las de precisión o las electrónicas.

Para pesos mayores en los que es menor la exigencia de precisión se realizan en un tipo de
balanza denominada Granatorio.
2.- BALANZAS DE PRECISIÓN.
Solo poseen un platillo y en vez de pesar las pesas, se regulan por medio de una rueda o
palanca que introduce los distintos pesos en la balanza.
3.- BALANZAS ELECTRÓNICAS.
Solo poseen un platillo y nos dan en forma o lectura digital el peso directamente.
4.- BALANZA GRANATORIO.
Los elementos que forman una balanza de tipo Granatorio son los siguientes:
4.1.- Cruz de balanza.
Es una barra horizontal que se apoya en su punto medio en un soporte y lleva una aguja fina
llamada FIEL, que marca en una escala graduada las oscilaciones de la balanza.
4.2.- Platillos.
Cuelgan de la cruz y están destinados a
colocar sobre ellos la sustancia a pesar
en uno, y las pesas necesarias para
equilibrar la balanza en el otro.
4.3.- Horquilla Palanca.

Situada en la parte inferior del astil, tiene como misión, subir y bajar la cruz, con lo que la
balanza se coloca en disposición de pesar. Es lo que se llama disparar la balanza
4.4.- Caja de Pesas.
Esta caja dispone de una serie de pesas de distintos valores y tamaños, así como de unas
pinzas especiales con las cuales podemos manejar las distintas pesas.
5.- SENSIBILIDAD DE UNA BALANZA.
Es el peso necesario para producir el desplazamiento de una división del FIEL en la escala
graduada de la balanza.
Antes de realizar la pesada, será necesario la realización de una serie de operaciones, que
van a garantizarnos la fiabilidad de la misma. Las operaciones a realizar serán las
siguientes:
Comprobación, de la nivelación de la Cruz, confirmación del FIEL de la balanza, disparo de
la balanza determinando la posición cero y determinación de su sensibilidad.
6.- MÉTODOS DE PESADA.
En la utilización de las balanzas, existen varios métodos de pesada:
6.1.- Método directo.
Colocaremos el objeto o sustancia a pesar en un platillo y en el otro equilibraremos con
pesas hasta que el fiel quede en el centro de la escala graduada. Sumando todas las pesas
obtendremos el peso de este objeto o sustancia.
En el caso de que haya que pesar una sustancia determinada, pondremos sobre un platillo un
recipiente vacío, sobre el que vamos a depositar la sustancia, equilibraremos hasta el cero
en el otro platillo, añadiremos después en este mismo platillo las pesas necesarias para
obtener la sustancia que queremos. A continuación echaremos en el recipiente la cantidad
de sustancia hasta equilibrar nuevamente el fiel en cero o centro de la escala graduada.
6.2.- Método de Gauss o doble pesada.
Se coloca el objeto o sustancia a pesar en un platillo, equilibraremos con pesas en el otro
hasta que el fiel llegue a cero, a continuación se repite la pesada cambiando el objeto o
sustancia al otro platillo, tratando de evitar la variación de peso por anomalías de la balanza
o por pesar más en un lado que en el otro.
Entonces el peso verdadero será:

2
PP
P 21 +
=
6.3.- Método de Borda o de sustitución.
Colocar en el platillo de la izquierda un peso (tara) de peso superior al objeto que queremos
pesar, colocar el peso a pesar en el otro platillo y añadir pesas hasta equilibrar la balanza.
Anotar los pesos añadidos y a su suma la llamaremos P1, sin mover la tara se quita el objeto
del platillo y se vuelve a equilibrar la balanza, sea pues P2, la suma total de los pesos del
platillo. Tendremos pues la diferencia de peso, será el peso verdadero.
12 PPP −=
7.- NORMAS GENERALES PARA EL MANEJO DE LA BALANZA.
1. No debe estar nunca cerca de la calefacción o en contacto con la humedad.
2. No colocar directamente sobre él o los platillos, objetos o sustancias que puedan
ensuciarlos o atacarlos, para ello utilizaremos vidrios de reloj, vasos de
precipitados, capsulas de porcelana o papel de filtro.
3. No pesar nunca objetos calientes ni húmedos, directamente sobre los platillos,
deben estar a ser posible a temperatura ambiente.
4. Siempre que sea posible, utilizaremos unas protectoras, y evitaremos lugares con
corrientes de aire.
5. Cuando hay que quitar o pesar un objeto, sustancia o pesas en los platillos, la
balanza tiene que estar sin disparar, es decir en situación de reposo.
6. No tocar nunca las pesas con las manos, sino utilizando las pinzas que lleva la caja a
tal efecto. Una vez realizada la pesada, se colocaran de nuevo en la caja y en su
lugar correspondiente.
7. Una vez realizada la pesada, la balanza quedará totalmente limpia de restos
contaminantes y preparada para poder realizar nuevas pesadas.
8. Colocarla siempre sobre bancos o mesas sólidas en las cuales no se produzcan
vibraciones de ningún tipo.
9. Cuando no tengamos que utilizar la balanza, la mantendremos siempre en posición de
reposo.

UNIDAD DIDÁCTICA 4
CONOCIMIENTO Y UTILIZACIÓN DEL MATERIAL FUNGIBLE
E INVENTARIABLE MÁS UTILIZADO EN EL LABORATORIO DE ANATOMÍA
PATOLÓGICA. NORMAS DEL LABORATORIO.
1.- INTRODUCCIÓN.
2.- NORMAS GENERALES.
3.- MATERIAL Y APARATOS.
3.1.- Material fungible.
3.2.- Material inventariable.

1.- INTRODUCCION.
El laboratorio de Anatomía Patológica, es el lugar dónde los Técnicos, reciben las piezas de
las distintas muestras obtenidas por (resección, biopsia, improntas, etc.) y que una vez
perfectamente procesadas y teñidas, por las técnicas más adecuadas en casa caso, van a
permitir al Patólogo, dar un diagnóstico correcto.
De ahí, la importancia en la perfecta realización de todo el proceso, para la obtención de
datos totalmente seguros y fiables.
A continuación enumeraremos una serie de normas generales así como una serie de
aparatos y material más comúnmente utilizados en un laboratorio de Anatomía Patológica, y
que de su correcto equipamiento y su posterior utilización dependerá la perfecta
realización de las distintas técnicas que en esta especialidad son necesarias para la
obtención de un diagnostico por parte del Patólogo.
2.- NORMAS GENERALES.
Las medidas, la obtención de datos, su registro, etc. deben realizarse siempre con sumo
cuidado y rápidamente.

Este cuidado debe hacerse extensivo a todo el material y aparatos utilizados,
manteniéndolos siempre etiquetados y limpios.
El técnico utilizará todos los medios que disponga para su autoprotección como son: batas,
mascarillas, guantes, gafas, etc.
Las muestras que entren en el laboratorio, deberán ser siempre debidamente identificadas,
evitando de esta manera posibles confusiones.
3.- MATERIAL Y APARATOS.
Entre el material y aparatos de uso más corriente en el laboratorio de Anatomía Patológica
se encuentran:
3.1.- Material Fungible.
Este puede ser de vidrio, porcelana, plásticos, goma, madera, etc. Así pues nos
encontraremos con: frascos, vasos de precipitados, cápsulas, cristalizadores, matraces,
tubos de ensayo, placas de Petri, gradillas, probetas, pipetas, buretas, portaobjetos, cubre
objetos, escobillones, bateas, pudiendo ser este material a su vez graduado o aforado.
Dentro del material fungible, también se encuentran todos aquellos reactivos y productos
químicos necesarios.
PIPETAS GRADUADAS
PIPETAS PASTEUR

PIPETAS AFORADAS
3.2.- Material Inventariable.
Lo componen todos aquellos aparatos que de una manera u otra, se utilizan indefinidamente,
como ejemplos podremos citar: microtómos, criostatos, balanzas, microscopios, estufas,
baños, dispensadores, autoclaves, mecheros, etc.
UNIDAD DIDÁCTICA 5
ACCIDENTES DE LABORATORIO. PRIMEROS AUXILIOS.
1.- INCENDIOS Y EXPLOSIONES.
2.- CONTACTO CON REACTIVOS VENENOSOS O CORROSIVOS.
3.- INGESTIÓN DE REACTIVOS TÓXICOS.
4.- QUEMADURAS.
5.- ACCIDENTES ELÉCTRICOS.
6.- HERIDAS Y CORTES.
7.- INFECCIONES.
8.- RADIACIONES IONIZANTES.

9.- TABLA PRIMEROS AUXILIOS.
10.- TABLA AGENTES EXTINTORES, APROPIADOS E INAPROPIADOS.
11.- CARACTERÍSTICAS GENERALES DE LOS AGENTES DE EXTINCIÓN.
12.- SIMBOLOGÍA.
1.- INCENDIOS Y EXPLOSIONES.
Los incendios suelen ser provocados por sólidos o líquidos inflamables que se ponen en
contacto accidental con llamas, chispas o fuentes de calor. Los reactivos inflamables suelen
tener esta característica indicada en la etiqueta.
Suelen ser inflamables la mayoría de los disolventes orgánicos. Todo laboratorio debe tener
material especializado para la extinción de incendios y su manejo debe ser conocido.
Las explosiones tienen su origen en mezclas gaseosas en contacto con una fuente de calor.
Son especialmente peligrosos en este sentido, el hidrógeno, el éter y los hidrocarburos
volátiles.
2.- CONTACTO CON REACTIVOS VENENOSOS O CORROSIVOS.
Muchas sustancias tóxicas pueden ser absorbidas a través de la piel y mucosas, como es el
caso del metanol. Otras veces se produce una lesión local por el carácter corrosivo del
recreativo, como es el caso de los ácidos y bases fuertes (ácido sulfúrico, sosa cáustica,
etc.).

Las lesiones corneales revisten especial gravedad. En todos estos casos se recomienda
como primera medida el LAVADO PROLONGADO CON AGUA MUY ABUNDANTE,
combinando con la utilización de detergentes, bicarbonato o ácido bórico diluido, según los
casos.
Los reactivos tóxicos o corrosivos suelen venir adecuadamente etiquetados con signos
convencionales.
El laboratorio suele y debe tener murales que resuman las medidas a adoptar. En la mayoría
de los casos, se debe requerir, además, la asistencia de un médico.
3.- INGESTIÓN DE REACTIVOS TÓXICOS.
Suele proceder del pipeteo inadecuado. Este tipo de reactivos debe ser pipeteado por
medios automatizados. En caso de accidentes es difícil generalizar las medidas de primeros
auxilios y se debe consultar siempre la tabla mural de PRIMEROS AUXILIOS, sin dejarse
llevar por consejos precipitados de personas no expertas.
4.- QUEMADURAS.
Pueden producirse por el contacto con llamas, objetos, líquidos calientes, chispas
eléctricas, etc. En todo caso se debe reducir la inflamación y evitar infecciones, lavando
inmediatamente con mucha agua fría y recubriendo la zona adecuadamente.
Si la extensión de la quemadura es considerable hay que acudir con urgencia a un centro
medico para evitar la descompensación electrolítica y deshidratación.
5.- ACCIDENTES ELÉCTRICOS.
Aparte de las quemaduras, la corriente eléctrica puede ser causa de numerosos accidentes:
incendios, explosiones, colapso respiratorio y muerte. Por consiguiente, tanto las
instalaciones eléctricas permanentes, como los montajes eléctricos ocasionalmente deben
reunir las máximas garantías de seguridad.
6.- HERIDAS Y CORTES.
Son producidas por vidrios rotos, o instrumentos cortantes, cuchillas, etc. Requieren lavado
con agua y jabón, desinfección con agua oxigenada o alcohol de 70º y vendaje comprensivo.
7.- INFECCIONES.

Pueden proceder de muestras clínicas contaminadas o bien de los materiales biológicos
objeto de observación. Hay que tomar las precauciones necesarias en cada caso desde el
comienzo del trabajo.
8.- RADIACIONES IONIZANTES.
En el laboratorio suelen utilizarse la luz ultravioleta, los rayos X y los isótopos radiactivos.
Para trabajar con luz ultravioleta es preciso protegerse la piel y especialmente los ojos
(con gafas ahumadas). Los rayos X exigen protección con guantes y mandiles de plomo.
Finalmente la utilización de isótopos radiactivos esta reservada a personal especializado en
laboratorios específicamente diseñados para ello.
9.- TABLA PRIMEROS AUXILIOS.

10.- TABLA AGENTES EXTINTORES, APROPIADOS E INAPROPIADOS.

CLASE DE FUEGO AGENTE EXTINTOR NO USAR
Materiales sólidos:
Madera, papel, trapos, etc.
AGUA
(Mejor pulverizada)
POLVO POLIVALENTE
Polvo normal
Líquidos y sólidos licuables:
Disolventes, aceites ceras,
etc.
POLVO NORMAL
POLVO POLIVALENTE
AGUA
POLVO ESPECIAL
Gases y vapores:
Butano, acetileno, etc.
POLVO POLIVALENTE
AGUA
CO2
ESPUMA
HALONES
POLVO ESPECIAL
Metales ligeros:
Magnesio, Litio,Titanio,
Aluminio, etc.
POLVO ESPECIAL
ARENA SECA
AGUA
CO2
ESPUMA
HALONES
POLVO NORMAL
POLVO POLIVALENTE
Equipos y aparatos
eléctricos
HALONES
CO2
AGUA
ARENA
ESPUMA
POLVOS
11.- CARACTERÍSTICAS GENERALES DE LOS AGENTES DE EXTINCIÓN.
AGUA O AGUA PULVERIZADA.
Fácil proyección - Alto poder refrigerante – Inunda - Deteriora equipos y aparatos.
ESPUMA.
Alto poder cubriente - Estabilidad limitada – Deteriora los equipos y aparatos.
ARENA SECA.
Bajo coste - Deteriora los equipos y aparatos - Bajo poder cubriente - Uso muy concreto.
HALONES.
Fácil proyección - No deja residuos - Buena visibilidad - Alto poder de extinción -
Toxicidad baja - Elevado coste.
CO2.

Alto poder refrigerante - Fácil proyección - No deja residuo - Buena visibilidad - Bajo
poder de extinción - Peligro de asfixia en lugares cerrados.
POLVO NORMAL, POLVO POLIVALENTE Y POLVO ESPECIAL.
Alto poder de extinción - Baja visibilidad - Deteriora equipos y aparatos.
12.- SIMBOLOGÍA.
UNIDAD DIDÁCTICA 6

CUCHILLA PARA MICROTOMÍA. AFILADO DE LAS MISMAS. CONSERVACIÓN Y
UTILIZACIÓN. SUS CLASES.
1.- INTRODUCCIÓN.
2.- CLASES DE CUCHILLAS.
3.- UTILIZACIÓN.
4.- CONSERVACIÓN.
5.- PULIMENTADO.
6.- AFILADO DE LAS CUCHILLAS.
1.- INTRODUCCIÓN.

La elección y conservación de las cuchillas es una de las mayores preocupaciones y uno de
los grandes motivos de fracasos en la técnica histológica.
La cuchilla debe ser una fuerte hoja con cabeza gruesa formada con acero duro y corte
cementado. Su longitud, y sobre todo su altura, serán escogidas en función del microtomo
utilizado. Sin embargo en general, será conveniente usar una hoja bastante larga
desprovista de mango, de poca altura y poseyendo una base lo suficientemente gruesa, a fin
de limitar en lo posible las vibraciones.
2.- CLASES DE CUCHILLAS.
Según el perfil de la hoja se distinguen algunas variedades de cuchillas: con caras
bicóncavas, utilizables solamente para piezas poco resistentes; de caras planas, las más
sólidas y más usadas; Planocóncavas, cuya cara plana debe mirar hacía el microtomo.
Igualmente, cuando el bisel afilado es asimétrico, es necesaria que la arista más corta este
dispuesta dentro de la prolongación de la cara correspondiente, hacia el portabloques.
3.- UTILIZACIÓN.
El rendimiento de una cuchilla depende esencialmente de dos factores: el grado de agudeza
del filo y la orientación de la hoja con relación al bloque.
El filo de la hoja depende esencialmente de la orientación de las aristas del bisel. Cuanto
más aguda sea la arista más fino puede ser el corte obtenido.
El ángulo de las superficies de corte tiene una importancia muy grande. La cuchilla debe
estar inclinada y atacar la pieza normalmente, o sea formando con ella un ángulo de 25/30º.
Actúa entonces como una garlopa y el corte obtenido a cada movimiento del microtomo
queda plano y adherido al precedente. El corte realizado entonces es fino.
Para descubrir la mejor orientación nos vemos forzados muchas veces a actuar por tanteo.
Cuando se ha descubierto deben fijarse las señales precisas sobre los tornillos que
inmovilizan la cuchilla sobre su soporte a fin de evitar cualquier pérdida de tiempo ulterior.
4.- CONSERVACIÓN.
La calidad de los cortes depende esencialmente de la calidad del filo. Este debe ser
rectilíneo y afilarse a medida que tenga muescas e irregularidades provocadas por el uso,
que producen estrías.
La conservación del filo precisa dos operaciones distintas: pulimentado y el afilado.
5.- EL PULIMENTADO.

Se efectúa sobre un cuero cuyas dos caras están cubiertas de un barniz especial, o sobre
sin ningún tipo de producto.
El soporte del cuero, debe estar solidamente fijado sobre una placa baja, y la cuchilla
provista de su soporte es empujada manualmente, dorso adelante, apoyándose
moderadamente sobre toda la longitud del cuero y de la hoja.
Unos treinta movimientos alternativos son suficientes. Es mejor repetir la operación que
hacerla prolongada. El examen microscópico permite apreciar el pulimentado de la cuchilla,
mejor que el corte de cabellos o una hoja de papel.
6.- EL AFILADO DE LA CUCHILLA.
Al revés que la anterior, es una operación larga y muy delicada. En vista de sus fracasos
muchos laboratorios han renunciado a efectuarla y confían esta tarea a personal
especializado.
Su ejecución necesita una piedra de afilar de grano muy fino.
La cuchilla provista de su soporte (cuando el bisel es asimétrico es recomendable marcar la
cara correspondiente a la arista más larga y colocarla sobre el lado plano del soporte) es
empujada con el filo hacia delante oblicuamente, utilizando la piedra en toda su longitud. No
hace falta apenas apretar; el peso de la cuchilla generalmente es suficiente. Una quincena
de pesadas sobre cada una de las caras resulta suficiente.
En razón de la delgadez de la capa cementada, prolongar esta operación seria perjudicial.
Es mejor aceptar la presencia de una o dos grandes ranuras que gastar definitivamente el
filo de la cuchilla.
Al afilado, le seguirá el pulimentado.
UNIDAD DIDÁCTICA 7

MICROSCOPÍA.
1.- INTRODUCCIÓN.
2.- MICROSCOPIO ÓPTICO.
3.- MICROSCOPIO ELECTRÓNICO.
4.- PARTES DE QUE CONSTA EL MICROSCOPIO.
5.- UTILIDAD DE LOS DIVERSOS TIPOS DE LENTES.
5.1.- Condensador.
5.2.- Diafragma.
5.3.- Objetivos.
5.4.- Oculares.
6. MANEJO Y UTILIZACIÓN DE MICROSCOPIO ÓPTICO.
7. TÉCNICAS DE OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA.
7.1.- Observaciones en fresco.
7.2.- Observaciones fijas y teñidas.
1.- INTRODUCCIÓN.

El ojo humano es incapaz de percibir objetos inferiores de 0.1 mm de diámetro, este
problema se subsana mediante un sistema de óptico que aumenta el poder resolutivo del ojo
humano. EL MICROSCOPIO.
El Microscopio es un instrumento que nos permite observar objetos, tejidos,
microorganismos, etc. y sus detalles no perceptibles a simple vista. Ello se consigue
mediante un sistema óptico compuesto por lentes de cristal que, al ser atravesados por la
imagen del objeto la amplifican.
Los microscopios son de dos tipos MICROSCOPIO ÓPTICO Y MICROSCOPIO
ELECTRÓNICO.
Otro problema que presenta la observación a través del Microscopio, es el escaso
contraste que presentan los distintos objetos a observar frente al medio de montaje. Esta
dificultad se subsana por alguno de los siguientes medios:
a) Utilización de la técnica microscópica del campo oscuro.
b) Utilización de la técnica microscópica del contraste de fases.
c) Utilización de los distintos procedimientos de tinción.
2.- MICROSCOPIO ÓPTICO.
Es aquel en que el que la ampliación de la imagen se lleva a cabo mediante la luz visible o
ultravioleta a través de un sistema de lentes.
Se caracteriza porque el campo esta intensamente luminado mientras que los objetos a
observar aparecen oscuros.
3.- MICROSCOPIO ELECTRÓNICO.
Es aquel en el que la ampliación de la imagen se consigue mediante el paso de haces de
electrones a través de un campo magnético.
4.- PARTES DE QUE CONSTA EL MICROSCOPIO.

1. Ocular.
2. Tubo porta ocular acodado.
3. Revólver.
4. Objetivos.
5. Platina de coordenadas.
6. Condensador.
7. Diafragma iris y portafiltros.
8. Sistema de iluminación
eléctrico.
9. Espejo.
10. Mando coaxial para
desplazamientos de la platina.
11. Mando de enfoque lento
(Micrometrico).
12. Mando de enfoque rápido
(Macrometrico).
13. Base.
14. Estativo.
15. Mando de condensador.
16. Pinzas.
5.- UTILIDAD DE LOS DIVERSOS TIPOS DE LENTES.
5.1.- Condensador.
Hace que los rayos procedentes del foco luminoso incidan perpendicularmente sobre la
preparación.
5.2.- Diafragma.
Mediante el diafragma se regula la intensidad de la luz deseada sobre la preparación.
5.3.- Objetivos.
Se encuentran en contacto o casi en contacto con la preparación. Estos microscopios suelen
llevar 3 o 4 objetivos. Normalmente los aumentos que proporcionan los objetivos son: x 10,
x 20, x 40 y x 100 (inmersión).
5.4.- Ocular.
Es la lente que se encuentra en contacto directo con el ojo del observador. El aumento que
proporciona el ocular es generalmente de x 10.
La ampliación que se consigue con estos objetivos es de:

OBJETIVO OCULAR AUMENTOS
X 10 X 10 100
X 20 X 10 200
X 40 X 10 400
X 100 X 10 1000 (inmersión)
A veces mediante dispositivos especiales se pueden conseguir de 2000 a 3000 aumentos
que constituye el límite, ya que se va perdiendo poder de resolución.
El poder de resolución es la capacidad que posee un sistema de lentes para observar por
separado dos puntos adyacentes. La amplificación de la imagen de un M.0. es limitado, no
porque no se puedan conseguir mayores aumentos, sino porque a partir de un valor
determinado la imagen se hace borrosa.
6. MANEJO Y UTILIZACIÓN DE MICROSCOPIO ÓPTICO.
1º Conexión de la fuente de luz o iluminación.
2º Elección del objetivo deseado.
3º Colocación de la preparación en la platina, centrando la zona a observar.
4º Enfoque: sin mirar por el ocular y con ayuda del tornillo macrométrico, se aproxima
el objetivo a la preparación lo más posible sin llegar a contactar. Con el tornillo
micrométrico se hace contactar la preparación al objetivo (en el caso de objetivo
de inmersión) o se acerca lo más posible sin llegar a tocar en objetivos normales.
5º Mirando a través del ocular se gira ligeramente al tornillo micrométrico hasta
visualizar perfectamente los microorganismos. Cuando la observación se realiza con
el objetivo de inmersión se debe colocar entre preparación y objetivo una gota de
aceite de inmersión.
6º Cuando se emplean objetivos de inmersión el condensador se sitúa en la parte más
cercana a la preparación y con el diafragma se delimita la cantidad de luz. Para
objetivos de pequeño aumento, el condensador debe estar en la parte más alejada
de la preparación y el diafragma parcialmente cerrado.
7º Para evitar recalentamientos excesivos de la lámpara esta deberá estar
exclusivamente encendida, durante el tiempo de observación.
8º Una vez terminada la observación, el microscopio deberá quedar limpio. Para ello el
objetivo se limpiará con un paño de seda o papel muy fino, empapado con alcohol,

solo cuando sea imprescindible, ya que un uso excesivo puede desprender la lente
del objetivo. Colocar la funda del microscopio para mantenerlo al abrigo.
7. TÉCNICAS DE OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA.
7.1.- Observaciones en fresco.
Se realizan con objetivos secos de pequeño y mediano aumento. Se suelen emplear para
observar microorganismos en vivo (movilidad, observación de mohos y levaduras), etc.
7.2.- Observaciones fijas y teñidas.
Normalmente implican la muerte del microorganismo. Se emplea generalmente para verlas
el objetivo de inmersión.
UNIDAD DIDÁCTICA 8

ANATOMÍA MACROSCÓPICA. OBTENCIÓN DE LA PIEZA.
1.- INTRODUCCIÓN.
2.- SALA DE MACROSCOPÍA.
3.- MANEJO DE LAS PIEZAS.
4.- DISECCIÓN Y TALLADA DE LAS PIEZAS.
5.- FOTOGRAFÍA DE LA PIEZA.
6.- RADIOGRAFÍA DE LA PIEZA.
1.- INTRODUCCIÓN.

El trabajo de rutina, asociado con una pieza patológica a realizar en un laboratorio de
Anatomía Patológica incluye el examen macroscópico y microscópico. De los dos, el último es
incuestionablemente el más popular, quizás debido a que es estéticamente más placentero,
a que no se asocia con ningún olor particular, y a que no involucra trabajo manual, aparte de
mover el preparado a través del microscopio, mantenerlo en foco, y cambiar los objetivos.
Cuánto más pequeña es la pieza, más insignificante parece el examen macroscópico. Algunos
lo ven como simplemente un paso puramente técnico, análogo a la deshidratación o a la
inclusión en parafina.
Para algunas piezas como por ejemplo las válvulas cardiacas, un examen y una descripción
macroscópicos cuidadosos son infinitamente superiores al examen de un corte microscópico
seleccionado al azar. En muchos casos, una disección macroscópica y un muestreo
inadecuado invalidaran la interpretación microscópica. La disección, la descripción
macroscópica y la selección de los cortes para el estudio microscópico es una parte crucial
del examen patológico, y una parte que no puede ser solucionada si se le omite o si se
realiza inadecuadamente en el momento de la iniciación del estudio.
Si la descripción microscópica es inadecuada, el preparado puede ser revisado y el
problema resuelto, si las dimensiones de la pieza no fueron registradas, o no se realizaron
en el momento del examen macroscópico inicial, las probabilidades de adquirir esta
información pueden perderse para siempre.
2.- SALA DE MACROSCOPÍA.
El tamaño y las características de la sala de macroscopía, tallado y preparado de muestras,
dependerá del número de piezas a tratar, y del numero de personal que compongan la
dotación de personal del mismo.
Así pues, la habilitación debe ser lo suficientemente grande como para permitir el trabajo
simultaneo de todo el personal asignado a las actividades de macroscopía. Debe tener una
iluminación y ventilación adecuada. Cada zona de disección dispondrá de, tabla de cortar,
estantes con frascos para contener piezas, pila con agua caliente y fría, disponibilidad de
formol u otros fijadores, caja de instrumental, caja con cassettes, etiquetas y balanzas.
Además, la sala dispondrá de equipo de fotografía en color y en blanco y negro, equipo de
Rayos x y radiografía, y equipo de refrigeración y congelación.
3.- MANEJO DE LAS PIEZAS.

Las piezas, deben ser transportadas en envases de vidrio, plástico o metal, o bien en una
bolsa de plástico con una cantidad determinada de solución salina.
Es mejor evitar la utilización de gasas, ya que tienden a producir desecación. Si tuviera que
producirse alguna demora tanto en el traslado de la pieza, como en el manejo de la misma
en el laboratorio, lo más aconsejable seria mantenerla refrigerada a unos 4 ºC para detener
la autolisis.
La mayoría de las biopsias pequeñas (por punción, incisionales, endoscópicas), deben ser
colocadas en fijador inmediatamente después de la escisión en el quirófano.
Cuando se recibe la pieza en fresco, debe ser examinada lo antes posible, debiendo
tomarse por parte del patólogo, una determinación en baso a la información clínica y a la
apariencia macroscópica (biopsia por congelación, técnicas más adecuadas, tanto de rutina
como especiales, etc.).
La pieza si es pequeña, debe manipularse sobre una tabla de corte, totalmente limpia,
utilizando instrumental completamente limpio, sin ningún tipo de manchas. El problema de la
contaminación de una pieza con un fragmento de otra es una de las mayores catástrofes
que pueden ocurrir en el laboratorio de Anatomía Patológica, debido a que conduce a
errores irreparables.
Datos como, tipo de pieza, estructuras que incluye, dimensiones, peso, color, deben ser
siempre anotados y acompañaran a la pieza, no debiéndose pues procesarse ninguna pieza
que no este debidamente rotulada y etiquetada.
Antes de comenzar la disección y tallado de las piezas, deberá considerarse la conveniencia
de tomar fotografías macroscópicas de la superficie externa de la pieza.
4.- DISECCIÓN Y TALLADO DE LAS PIEZAS.
El tallado y disección se realizará lo más delicadamente posible y siguiendo siempre las
directrices del patólogo, evitando magullar los tejidos bajo el esfuerzo de una pieza
demasiado apretada, de un bisturí o un cuchillo mal afilado.
El corte debe obtenerse al primer golpe, utilizando toda la longitud del cuchillo y no
aserrando.
Se tendrá cuidado de no mezclar los cortes, y entre pieza y pieza procederemos a limpiar
cuidadosamente la tabla de corte para evitar contaminaciones.
Las dimensiones de las piezas preparadas para su fijación, deberán ser aproximadamente
de 0, x0, x0 , con lo cual conseguiremos una fijación rápida y uniforme.
Una vez realizado el tallado y disección de la muestra para estudio, deberemos sumergir las
piezas rápidamente en el líquido fijador más adecuado, consiguiendo de esta manera

detener la autolisis que alteraría las características de la pieza.
5.- FOTOGRAFÍA DE LA PIEZA.
La documentación de las características macroscópicas de una pieza quirúrgica se logra de
mejor manera tomando una o varias fotografías macroscópicas de la lesión, ya sea en la
forma de diapositivas en color, o fotos sobre papel en blanco y negro.
La realización de este tipo de fotografías, es con mucha mejor técnica que la realización de
dibujos o el uso de diagramas.
6.- RADIOGRAFÍA DE LA PIEZA.
El examen radiográfico de las piezas, a veces brinda una importante información.
Las piezas particularmente apropiadas para este tipo de examen incluyen las lesiones óseas,
la masa de tejidos blandos calcificados, las válvulas cardiacas, etc.
Tradicionalmente estos estudios se realizaban llevando la pieza al departamento de
radiología, actualmente la disponibilidad de un aparato autónomo ha facilitado en gran parte
el procedimiento, permitiendo al patólogo realizar sus propias radiografías en la sala de
macroscopía.
UNIDAD DIDÁCTICA 9

FIJACIÓN DE MUESTRAS.
1.- INTRODUCCIÓN.
2.- LA FIJACIÓN.
3.- FINALIDAD DE LA FIJACIÓN.
4.- REGLAS GENERALES DE LA FIJACIÓN.
1.- INTRODUCCIÓN.

Un corte es una capa extraordinariamente delgada y transparente de una pequeña porción
de tejido corporal que, fijada y procesada adecuadamente, permite reconocer todos los
elementos que lo componen, sin alterar su morfología y manteniendo las relaciones que
normalmente tienen entre si en el organismo vivo.
Como la observación se realiza por medio del microscopio, en el que un haz de luz debe
atravesar la preparación para poder visualizarla, es necesario que el corte que se estudia
sea muy delgado, entre 5 y 10 micras, para que tenga transparencia; los cortes, por tanto,
son tan importantes en muchos aspectos que, todo aquel que vaya a trabajar sobre ello,
debe conocer como se preparan.
El primer paso es la selección macroscópica de las zonas del tejido que se quieran estudiar.
Para ello, del área elegida, se cortan pequeños fragmentos que son rápidamente sumergidos
en un liquido fijador (el más empleado es el formaldehido al 10%) que endurece el tejido al
coagular las proteínas y también sirve para. inactivar algunos enzimas celulares, que de lo
contrario, empezarían a digerir las células, causando la degeneración postmorten. Con el fin
de permitir una rápida penetración del líquido fijador, el fragmento obtenido no debe tener
un espesor mayor de 5 mm.
Además de coagular las proteínas, los fijadores, retienen diversos carbohidratos e incluso
materiales grasos que, sin ello escaparían.
2.- LA FIJACIÓN.
La fijación esta destinada pues a inmovilizar las estructuras celulares y titulares en un
estado lo más próximo posible al estado vivo. Este tiempo, simple en apariencia, ya que
consiste en sumergir la pieza en el líquido fijador escogido, es en realidad uno de los más
importantes, si no el más importante, de la técnica microscópica.
De su buena ejecución dependen no solamente el éxito futuro de las coloraciones, sino
incluso el valor de la interpretación histológica y citológica.
Un buen fijador debe tener una penetración rápida y homogénea no producir retracción de
los tejidos, revelar las organizaciones intracelulares y las estructuras ocultas, evitar la
desaparición de las formaciones solubles, tales como el glucógeno, cuidar la actividad de
ciertas encimas y permitir, en principio, encontrar los elementos visibles con los colorantes
vitales; en una palabra, no crear artefactos y asegurar a los tejidos y a las células una
conservación y una imagen fiel.
3.- FINALIDAD DE LA FIJACIÓN.

La fijación tiene por objeto asegurar una coagulación todo lo homogénea posible de los
geles proteicos constituyentes de las células y las estructuras extracelulares.
Esta coagulación inmoviliza las estructuras existentes mejorando los índices de refracción
y ocasiona un endurecimiento de los tejidos; efectos todos favorables a la microtomitación
y a la conservación microscópica.
4.- REGLAS GENERALES DE LA FIJACIÓN.
La fijación debe obedecer a un cierto número de reglas que es imprudente transgredir.
Será en efecto, inútil esperar coloraciones satisfactorias, y por tanto informes
histológicos precisos, si la fijación ha sido descuidada o mal dirigida.
1. La fijación debe ser lo más precoz posible.
2. La fijación debe ser lo más rápida posible.
3. El líquido fijador debe ser abundante (30 o 40 veces aproximadamente el volumen
de la pieza).
4. La duración de la fijación dependerá del grosor de la pieza y especialmente de la
naturaleza del fijador escogido.
5. El lavado de las piezas asegura la detención de la fijación.
UNIDAD DIDÁCTICA 10
PRINCIPALES FIJADORES.
1.- INTRODUCCIÓN.

2.- FIJADORES PUROS Y MUESTRAS FIJADORAS.
3.- PROPIEDADES DE LOS FIJADORES.
3.1.- Formol.
3.2.- Alcohol.
3.3.- Acetonas.
3.4.- Ácido Pícrico.
3.5.- Ácido Acético.
3.6.- Ácido Tricloracético.
3.7.- Glutaraldehido.
3.8.- Ácido Osmico.
4.- MEZCLAS FIJADORAS.
4.1.- Composición de algunas mezclas fijadoras con formol:
4.1.1.- Mezcla de Orth.
4.1.2.- Mezcla Bouin acuosa.
4.2.- Composición de algunas mezclas fijadoras sin formol:
4.2.1.- Líquido de Carnoy.
4.2.2.- Líquido de Zenker.
1.- INTRODUCCIÓN.
El principal fijador es el Formol, es sin duda el más usado de los fijadores, ya que reúne a la
vez las propiedades del líquido fijador y conservador.
El Formol o Formalina, es una solución concentrada de Aldehido Fórmico al 35-40%.

La concentración en Aldehido Fórmico es variable de una muestra a otra, ya que el formol
es volátil.
2.- FIJADORES PUROS Y MUESTRAS FIJADORAS.
Si se exceptúa la Formalina o Formol, el Alcohol y el Ácido Ósmico, los fijadores sencillos o
puros no se utilizan nunca aislados, pues las ventajas que estos suponen, se ven
contrarestadas por una serie de inconvenientes considerables.
Con la fijación no se busca el poner de manifiesto exclusivamente y de manera especial un
determinado elemento tisular, sino que a menudo causas que parecían secundarias,
adquieren de pronto una mayor importancia. Por ello las mezclas fijadoras revisten una
serie de ventajas por su carácter fijador en general.
A partir de la solución madre del 35-40% de Formol, se harán distintas soluciones al
10% - 15% - 20% - 30%.
3.- PROPIEDADES DE LOS FIJADORES.
3.1.- Formol.
Esta dotado de un gran poder de penetración, fija y endurece rápidamente los tejidos sin
deshidratarlos, deja en los tejidos su contenido en agua y por tanto no los deforma.
En cambio un mal fijador citológico. En los tejidos que encierran una gran cantidad de
sangre, da origen bien puro o en mezcla fijadora con BOUIN, a un pigmento artificial negro
o pardo oscuro que precipita irregularmente. Este pigmento se llama pigmento formólico y a
veces es motivo de confusiones; se elimina bien tamponándolo o sumergiendo los cortes en
alcohol amoniacal o en alcohol absoluto (100%) con Ácido Pícrico a saturación.
SATURACION, es cuando en un líquido ya no se diluye la parte sólida que vamos añadiendo.
Las piezas pueden estar en el formol durante mucho tiempo sin alterarse mucho.
3.2.- Alcohol. Propiedades generales. Inconvenientes.
En general se utiliza el Alcohol Etílico, la acción más potente corresponde como es natural a
la solución más concentrada como es el de 100º.
Para fijar trozos pequeños de unos 5 mm de espesor lo dejaremos de 2-4 horas, habiendo
renovado éste unas 3 veces por lo menos.

El alcohol que se diluye en agua se vuelve más pesado y se acumula en el fondo del
recipiente quedando el alcohol más concentrado y ligero en la superficie. Por ello será
conveniente que las piezas a fijar permanezcan en las capas superiores, para lo cual el
mejor sistema seria colgarlas.
En la fijación de piezas de gran tamaño con el Alcohol Absoluto, se corre el peligro de que
la capa más externa de la pieza se endurezca de tal manera que el alcohol ya no pueda
penetrar más allá y no alcance el centro de la misma.
Para garantizar una buena fijación de las partes centrales, es decir obtener una
penetración óptima al mismo tiempo que una deshidratación suficiente se deberá utilizar
una solución al 70%. Para los cortes por congelación es preferible utilizar una solución del
70-80%. Las soluciones alcohólicas poco concentradas, tienen un efecto macerador. El
alcohol precipita con rapidez las proteínas, los lípidos son disueltos rápidamente y la
hemoglobina con lentitud.
Los resultados, podríamos aceptarlos como buenos en general a pesar del endurecimiento
de los tejidos que es considerable.
3.3.- Acetonas. Propiedades generales.
La fijación de los tejidos con Acetona, da lugar a concentraciones considerables de los
tejidos, debido a la extraordinaria rapidez con que deshidrata los mismos. La Acetona es
muy volátil, incolora, e inflamable. Estos efectos indeseados y molestos hacen, que la
Acetona, solo se utilice en determinados trabajos.
La fijación durará el minuto indispensable y los tejidos han de ser inmediatamente
retirados de la misma e incluidos (duración máxima 2 horas, para piezas delgadas 20
minutos son suficientes).
3.4.- Ácido Pícrico. Propiedades generales.
Se presenta en forma de agujas cristalizadas de color amarillo dorado, muy toxicas y
venenosas, explosivas y solo un 2% soluble en agua. En la fijación produce contracciones en
el tejido, pero no endurecimiento.
El Ácido Pícrico a de ser eliminado después de la fijación, lavando las piezas en el alcohol de
70-80%. Eliminación que facilitaremos, añadiendo unas gotas de amoníaco. La utilización del
Ácido Pícrico, no se recomienda para las inclusiones en Celoidina.
3.5.- Ácido Acético. Propiedades generales.
Su propiedad fundamental consiste en la precipitación de los núcleos proteicos, de forma
que el núcleo y los cromosomas quedan perfectamente fijados.

El citoplasma y las mitocondrias no quedan bien fijadas, a lo sumo alcanzan un estado de
prefijación. El Ácido Acético en solución al 1-4% en numerosas mezclas fijadoras, pues el
hinchazón que produce, compensa la contracción que originan otras sustancias y los tejidos
permanecen blandos.
Los vapores de Ácido Acético Glacial son inflamables.
3.6.- Ácido Tricloracético. Propiedades generales.
Los cristales del Ácido Tricloracético son incoloros, cáusticos (queman) y fácilmente
solubles en agua, la solución al 5% sobre todo se utiliza para descalcificar. Debido al
hinchazón de los tejidos conjuntivos, deben ser lavados con agua, los tejidos fijados en
estas soluciones contienen Ácido Tricloracético.
3.7.- Glutaraldehido. Propiedades generales.
Es un líquido oleoso, que se encuentra en el mercado en forma de solución al 25%. El
proceso de fijación es muy parecido al de Formol, tiene muchas ventajas y en parte supera
la fijación con Ácido Ósmico.
Las piezas pequeñas sobretodo en microscopía electrónica, en la cual los tejidos pueden ser
tratados luego con Ácido Ósmico. Las piezas pequeñas quedan fijadas al cabo de 6 horas.
Los tejidos pueden ser permanecer más tiempo en Glutaraldehido, lavándolos luego con una
solución tampón de fosfato.
3.8.- Ácido Osmico. Propiedades generales.
El Ácido Ósmico ó Tetróxido de Osmio, se presenta en cristales de color amarillo dorado,
son volátiles y solubles en agua. En el comercio se encuentran en tubitos de vidrio cerrado,
que contiene 0.1 mg a 1 g.
Debido a su escaso poder de penetración 0.5 mm/h el Ácido Ósmico se utiliza solamente en
las técnicas de cortes ultrafinos (microscopía electrónica) que se usan proporciones
reducidísimas de tejidos, a pesar de lo cual todos reconocen que es el fijador óptimo.
Los vapores de Ácido Ósmico, alteran las mucosas: bucal y nasal produciendo ronquera.
También daña la córnea, por ello se ha de trabajar con gafas protectoras o mejor todavía
bajo una campana de gases.
La incorporación del Ósmio en los tejidos proporciona el contraste necesario para los
márgenes de microscopía electrónica. En la práctica se utiliza exclusivamente el Ácido
Ósmico diluido en una solución tampón.
La ampolla de vidrio resultante, se limpia cuidadosamente por fuera, después de abrirla se
introduce con su contenido en el líquido preparado de antemano. El Ácido Ósmico tarda
varias horas en disolverse y ha de colocarse en la oscuridad, ya que es descompuesto por la

acción de la luz.
4.- MEZCLAS FIJADORAS.
Tienen por finalidad el compensar las desventajas que pueda presentar una sustancia
fijadora con las ventajas de otra, algunas de ellas se utilizan para fijar de manera especial
un componente celular y otras sirven para un problema determinado.
4.1.- Composición de algunas mezclas fijadoras con formol:
4.1.1.- Mezcla de Orth.
Se compone de:
1 parte de Formol, 9 partes de líquido de Muller, obteniéndose buenos resultados al cabo
de 24 ó 48 horas.
4.1.2.- Mezcla Bouin acuosa.
Se compone de:
15 partes de Ácido Pícrico en solución saturada, 5 partes de Formol y 1 parte de Ácido
Acético puro, fija al cabo de 2 a 24 horas. Terminada la fijación de las piezas, se lavan con
alcohol de 70-80º hasta la desaparición de su coloración amarillenta.
Es una de las mejores mezclas fijadoras.
4.2.- Composición de algunas mezclas fijadoras sin formol:
4.2.1.- Líquido de Carnoy.
Se compone de:
6 volúmenes de alcohol de 100º, 3 volúmenes de cloroformo y 1 volumen de Ácido Acético.
Penetra en los tejidos con gran rápidez l mm/h y da buenos resultados en conjunto. Su
fijación no debe sobrepasar en ningún caso las 24 horas, pasando luego las piezas al alcohol
absoluto.
4.2.2.- Líquido de Zenker.
Se compone de:
2.5 g de Dicromato Potásico, 5 g de Cloruro de Mercurio sublimado, 1 g de Sulfato Sódico

y 100 cc de agua destilada. En el momento de su uso se agregan 5 cc de Ácido Acético.
Las piezas pueden ser conservadas durante años, si se tiene la precaución de añadir unos
trozos de CRETA CRISTALIZADA.
DESCALCIFICACIÓN.
1.- INTRODUCCIÓN.

2.- DESCALCIFICACIÓN.
3.- FIJACIÓN PREVIA DE HUESO O CARTILAGO.
4.- RECOMENDACIONES GENERALES.
5.- SOLUCIONES DESCALCIFICANTES.
5.1.- Ácido Nítrico Acuoso.
5.2.- Ácido Nítrico Alcohólico.
5.3.- Ácido Tricloracético—Formol.
5.4.- Ácido Fórmico.
5.5.- Solución de Schmorl.
5.6.- Solución de Krajian.
6. DESCALCIFICACIÓN POR ELECTROFORESIS.
1.- INTRODUCCIÓN.
Los tejidos que contienen sustancias más o menos duras, no se pueden cortar, o si se cortan
se deterioran mucho las cuchillas.
Las sales minerales han de ser por lo tanto eliminadas y la osteína reblandecida.

2.- DESCALCIFICACIÓN.
Los tejidos óseos o cartilaginosos los descalcificaremos tratándolos con un ácido fuerte,
naturalmente según sea su tamaño. Si se trata de calcificaciones de reducido tamaño, basta
con añadir un ácido (Acético, Tricloracético) al liquido fijador, quedando así fijadas y
descalcificadas.
Si se trata de calcificaciones mayores, los líquidos descalcificadores que normalmente
utilizaremos serán: ÁCIDO NÍTRICO ACUOSO AL 5%, ÁCIDO NÍTRICO ALCOHÓLICO
AL 7.5%, ÁCIDO TRICLORACÉTICO AL 5%, ÁCIDO FÓRMICO CONCENTRADO Y ÁCIDO
SULFÚRICO AL 5%.
Los dientes se descalcifican en una mezcla de acido FÓRMICO CONCENTRADO Y
ALCOHOL de 70º a partes iguales. Luego se lavan con alcohol de 70º.
Las piezas deberán haber sido fijadas antes de ser descalcificadas, ya que de lo contrario
se macerarían. Los mejores resultados se obtienen si después de la fijación y lavado, las
piezas se van pasando por una serie de alcoholes en concentración creciente y decreciente.
En la práctica se han de descalcificar trozos pequeños en un volumen grande de líquido que
se renueva diariamente, ya que la concentración de los ácidos descalcificadores disminuye
al formarse sales de calcio.
La velocidad de penetración de los líquidos descalcificadores es de 1 cm cada tres o seis
días.
3.- FIJACIÓN DE HUESO O CARTILAGO.
Previamente a la descalcificación, habrá que pasar la cantidad de tejido que vamos a
utilizar en el estudio, con el fin de poder saber, tanto la cantidad de producto fijador como
la cantidad de solución descalcificadora.
Normalmente utilizaremos como liquido fijador el líquido de BOUIN, que según los
diferentes autores es el que mejores resultados dará.
La cantidad de liquido fijador será como siempre 30/40 veces su volumen.
Después de la descalcificación una postfijación de 24 horas da a los colores un tinte más
brillante.
PICROFORMOL O LÍQUIDO DE BOUIN.
· Solución acuosa saturada de Ácido Pícrico 30 volúmenes

· Formol comercial al 35-40% 10 volúmenes
· Ácido Acético cristalizable 2 volúmenes
La duración de la fijación para que sea óptima varía entre 3 y 8 días.
Esta mezcla se conserva indefinidamente.
4.- RECOMENDACIONES GENERALES.
Se recomienda que después de la descalcificación se proceda a un lavado abundante y
cuidadoso con alcohol de 70º y nunca con agua pues hincharía las estructuras y las
destruiría.
La cantidad de solución descalcificante es de aproximadamente 25 gramos por gramo de
hueso.
Se debe cambiar frecuentemente la solución descalcificante a ser posible todos los días.
Si al ir a cortar un bloque de parafina aparece inesperadamente una zona calcificada, se
puede colocar el bloque durante un rato en Ácido Fórmico concentrado. De esta forma
queda descalcificada la capa superior, lo que nos permitirá realizar algunos cortes.
5.- SOLUCIONES DESCALCIFICANTES.
5.1.- Ácido Nítrico acuoso al 5%.
Agua destilada + 5% de Ácido Nítrico.
5.2.- Ácido Nítrico alcohólico al 7.5%.
Alcohol de 100º + 7.5% de Ácido Nítrico.
Nota.- verter el Ácido Nítrico sobre el alcohol lentamente nunca a la inversa.
5.3.- Ácido Tricloracético/Formol.
· Solución acuosa al 100% de Ácido Tricloracético 10 ml
· Agua 80 ml
· Formol comercial 35-40% 10 ml
Nota.- El lavado con alcohol de 70º debe ser prolongado y repetido.

5.4.- Ácido Fórmico al 5%.
Agua destilada + 5% de Ácido Fórmico.
También se puede utilizar asociado al Formol o al Citrato Sódico, según las siguientes
fórmulas.
5.5.- Solución de Schmorl.
· Ácido Fórmico (90%) 500 ml
· Formaldehido (35-40%) 50 ml
· Agua destilada 450 ml
5.6.- Solución de Krajlan.
· Ácido Fórmico (90%) 25 ml
· Citrato de Na cristalizado 10 g
· Agua destilada 75 ml
6. DESCALCIFICACIÓN POR ELECTROFORESIS.
La descalcificación podríamos acelerarla utilizando la descalcificación electrolítica, que
consiste en hacer pasar una corriente continúa por la solución (mezcla de Ácido Fórmico y
Nítrico) en la que se introducen dos electrodos inatacables por los ácidos.
La descalcificación electrolítica presenta la ventaja de la ganancia de tiempo pero la
calidad de sus resultados se presenta a discusión.
DESHIDRATACIONES Y ACLARAMIENTOS.
1.- INTRODUCCIÓN.
2.- DESHIDRATACIÓN.

3.- ACLARAMIENTO O LÍQUIDOS INTERMEDIOS.
4.- MÉTODO DE DESHIDRATACIÓN, ACLARAMIENTO E IMPREGNACIÓN.
1.- INTRODUCCIÓN.
Para obtener cortes delgados y uniformes en el microtomo es necesario que las piezas
adquieran una dureza determinada, por lo que los tejidos se impregnarán con una sustancia
líquida que luego pase a una fase consistente. Este proceso se denomina inclusión.
La CELOIDINA y la PARAFINA son las sustancias de inclusión más extendidas, pero
ninguna de estas sustancias son miscibles en agua, lo cual obliga no solamente a una
deshidratación previa sino, además, a un paso intermedio de un disolvente.

2. DESHIDRATACIÓN.
La deshidratación se obtiene en la práctica mediante pasos sucesivos por alcohol de menor
a mayor graduación (50º, 70º, 80º, 90º y 100º). Las piezas deben permanecer en la capa
superior porque el agua es más pesada que el alcohol y se acumula en el fondo del frasco
donde descansa la pieza. Interesará por tanto o bien colgar la pieza o agitar los frascos lo
más frecuentemente posible. Si por cualquier motivo es necesario interrumpir la operación
de deshidratación durante un cierto tiempo las piezas se dejarán en alcohol de 70º, ya que
el alcohol de menos graduación macera y el de más concentración las endurece demasiado.
Una deshidratación insuficiente siempre es nociva y, por otra parte, una permanencia
demasiado larga en alcohol absoluto altera y endurece las piezas hasta el punto de volverlas
quebradizas.
También vuelve mayormente frágiles a las piezas un defecto de deshidratación o una
insuficiente penetración de la parafina.
3. ACLARAMIENTO O LÍQUIDOS INTERMEDIOS.
Una condición indispensable para una buena inclusión en parafina es, además, una buena
deshidratación. La eliminación del alcohol utilizado para deshidratar las piezas se realiza
por medio de unos líquidos llamados líquidos intermedios y se les deja actuar entre la serie
de alcoholes y la impregnación en parafina.
Se puede utilizar, Cloroformo, Benzol, Aceite de Cedro, Xilol, etc., los mejores resultados
se obtienen con Xilol.
Las piezas se dejan en el líquido intermedio según su naturaleza y resultados que deseemos,
pues las piezas se vuelven frágiles y quebradizas si permanecen demasiado tiempo en
contacto con el Xilol.
4.- MÉTODO DE DESHIDRATACIÓN, ACLARAMIENTO E IMPREGNACIÓN.
TÉCNICA
Después de la fijación:
1º Pasar por AGUA normal para limpiar el Formol.
2º Pasar por ALCOHOL de 50º (30 minutos).

9º Pasar por XILOL (60minutos).
10º Pasar por XILOL (60minutos).
11º Parafina: impregnar en estufa a 65º-70º (60 minutos).
12º Parafina: impregnar en estufa a 65º-70º (60 minutos).
INCLUSIÓN DE PARAFINAS, MÁQUINAS PARA LA INCLUSIÓN
AUTOMÁTICA, DESPARAFINACIÓN.
1.- INCLUSIÓN EN PARAFINA. IMPREGNACIÓN.
2.- INCLUSIÓN EN PARAFINA. OBTENCIÓN DE BLOQUES.

3.- ORIENTACIÓN DE TEJIDOS PARA SU INCLUSIÓN.
3.1.- Consideraciones generales.
3.2.- Estructuras tubulares.
3.3.- Estructuras quísticas.
3.4.- Identificación de márgenes y superficies.
3.5.- Superficies epiteliales.
3.6.- Especimenes grandes y sólidos.
3.7.- Múltiples especimenes.
4.- INCLUSIÓN RÁPIDA.
5.- INCLUSIÓN AUTOMÁTICA. AUTOTECHNICON.
6.- DESPARAFINACIÓN.
7.- INCIDENTES MÁS COMUNES EN EL PROCESO DE INCLUSIÓN.
1. INCLUSIÓN EN PARAFINA. IMPREGNACIÓN.
Las parafinas son mezclas complejas de carburos procedentes de la destilación del
petróleo. Son sustancias blancas, untuosas al tacto, insolubles en agua, en alcohol son
inactivas por lo que se pueden conservar indefinidamente y son sustancias sólidas a
temperatura ambiente y líquidas entre 45-60 ºC.
Una buena parafina debe ser homogénea, compacta y cortarse limpiamente. La impregnación
por la parafina se realiza al calor en una estufa regulada entre 56-60ºC.

La temperatura de la estufa debe ser constante, con el fin de permitir una penetración
homogénea de la parafina y evitar el cocido de las piezas.
Un termostato y un termómetro bien visibles son indispensables en la práctica.
Una impregnación, si está bien realizada, con dos baños de parafina nueva es suficiente.
2. INCLUSIÓN EN PARAFINA. OBTENCIÓN DE BLOQUES.
Para obtener los bloques de parafina se empieza por licuar perfectamente la parafina,
después utilizaremos unos moldes metálicos llamados paramoles o cápsulas en los cuales,
una vez bien limpios e impregnados en su interior con glicerina, se vierte la cantidad
necesaria de parafina licuada y colocamos inmediatamente la pieza dentro de esta parafina
con la ayuda de unas pinzas, dándole la orientación adecuada. En general, la superficie de la
pieza debe estar dispuesta plana sobre el fondo del recipiente y si se trata de múltiples
fragmentos se procurará reunirlos en un mismo plano.
La parafina se solidifica e inmoviliza la pieza junto con la etiqueta que le acompaña con su
número correspondiente, evitando así su pérdida. Para que la parafina adquiera una dureza
y consistencia uniforme es necesario un tiempo de 20-30 minutos.
Para obtener una solidificación rápida e intensa introduciremos el molde con su contenido
de parafina líquida, pero cuando su superficie este coagulada, en un recipiente con agua fría
o agua con hielo. Nosotros usamos la placa fría de la estación de inclusión.
Las dimensiones y forma del fragmento incluido están condicionados en general a las
dimensiones de los moldes. Normalmente se les da la forma de paralelepípedo rectangular,
dejando entre los bordes de la pieza 2-5 mm, de esta manera podrán hacerse bloques en
cinta.
El bloque, que es menos frágil que los cortes, guarda el documento base de una
enfermedad. Tenerlo localizado es imprescindible llegado el caso de tener que obtener
nuevas cortes o muestras.
Cuando los cortes han sido realizados, el bloque debe ser sellado y cuidadosamente
ordenado y clasificado. La mejor clasificación es la numérica y horizontal en archivadores
especiales.
3.- ORIENTACIÓN DE TEJIDOS PARA SU INCLUSIÓN.
3.1.- Consideraciones generales.

Las secciones de tejido son incluidas perfectamente planas para asegurarse de que se
obtenga una sección completa. Use la presión justa para mantener la sección plana contra la
superficie del molde. Debe tenerse mucho cuidado para que después no aparezcan
artefactos causados por un manejo inadecuado de las muestras de tejido.
La orientación debe ser tal que la resistencia que el tejido ofrece a la cuchilla vaya de un
grado menor a uno mayor a medida que se vaya cortando el bloque. Esto hace que los
tejidos más duros no compriman los tejidos más blandos evitando por lo tanto secciones
irregulares. Debe tener un margen adecuado (2 mm mínimo) de medio de inclusión rodeando
el tejido por todos lados para que el apoyo al cortar sea el máximo posible.
3.2.- Estructuras tubulares.
Estructuras tubulares tales como vaso deferente, venas, arterias y oviducto deben ser
incluidas en una forma tal que la cuchilla corte a través de la luz tubular. La orientación
debería ser tan vertical corno sea posible. La cuchilla, entonces, deberá hacer los cortes en
una forma que sea perpendicular al eje longitudinal del tubo.
3.3.- Estructuras quísticas.
Después de la disección, los quistes pequeños adoptan una forma de cúpula. Por lo tanto, los
quistes deben ser incluidos con la superficie de corte hacia abajo para que así la cuchilla
corte a través de todas las capas de la pared del quiste. Hay que asegurarse de que la
cúpula no atrape burbujas de aire.

3.4.- Identificación de márgenes y superficies.
Los tejidos que tienen los márgenes marcados con tinta china o con colorante deben ser
colocados en una forma tal que la tinta se pueda ver en el borde de la sección. Si hay
secciones múltiples, estas deben ser incluidas con la tinta siempre mirando hacia el mismo
lado del bloque para que las láminas queden mejor organizadas y para facilitar su estudio
bajo el microscopio.
La superficie que haya sido marcada con tinta china, es la que debe ser incluida en forma
opuesta a la superficie que se va a cortar con la cuchilla. La tinta, entonces, no se va a ver
en las secciones.
3.5.- Superficies epiteliales.
Aquellos tejidos que tienen una superficie epitelial, como la piel, el intestino, la vesícula
biliar, la vejiga urinaria y el útero, deben ser colocados en forma tal que el plano de sección
pase a través de todas las capas del tejido. La superficie epitelial debe colocarse en la
parte más alta del bloque para que así sea la última en ser cortada. El acto de llegar al
epitelio al final de la moción de corte va a minimizar la presión que es causa de distorsión

de la capa epitelial. El cortar de último la capa de queratina reduce la compresión, los
rasguños y las cortadas de las capas subcutáneas.
Los especimenes, cuando son múltiples, deben ser incluidos uno junto al otro con sus
superficies epiteliales orientadas en la misma dirección.
Puede ser difícil el identificar la superficie epitelial cuando las biopsias de tejido son muy
pequeñas. Nosotros añadimos 5 ml de solución matriz de eosina alcohólica a la segunda de
tres soluciones de alcohol al 100 % en nuestro procesador de tejidos para teñir las capas
tisulares de un modo tal que las superficies epiteliales sean más fáciles de identificar. La
eosina se lava de las secciones de tejido durante la fase de rehidratación sin que esto
interfiera con el resto del proceso de tinción.
3.6.- Especimenes grandes y sólidos.
Los especimenes rectangulares grandes o sólidos como el útero, la próstata, la glándula
tiroides, y el tejido óseo deben ser incluidos con un ligero ángulo en relación al borde de la
cuchilla. Esta comienza el corte con menos resistencia, reduciendo así la posibilidad de
desplazar el tejido fuera del bloque. La vibración e inestabilidad del borde de la cuchilla o
del bloque también se minimizan notablemente.

3.7.- Múltiples especimenes.
Múltiples fragmentos de tejidos blandos y ganglios linfáticos deben ser colocados uno junto
al otro con suficiente espacio entre ellos. Si los tejidos se colocan uno encima del otro,
existe la posibilidad de que el tejido de abajo distorsione el tejido que está encima. La
organización metódica de los tejidos hace que la lámina sea más fácil de estudiar y que se
vea más profesional que si los fragmentos se incluyen en desorden.
Los tejidos rectangulares pequeños deben ser orientados con su eje longitudinal casi
paralelo al borde de la cuchilla para minimizar los pliegues y la distorsión causados por
presión.
4.- INCLUSION RÁPIDA.
El proceso de inclusión en parafina de una forma rápida debe ser realizado intentando
recortar o reducir la duración de las distintas fases del proceso de inclusión.
Las piezas para este fin tienen 3 mm de espesor, con este procedimiento se obtienen
preparaciones de calidad suficientemente buena para una buena orientación.

5. INCLUSIÓN AUTOMÁTICA. AUTOTECHNICON.
En los aparatos automáticos de inclusión, los diversos líquidos se encuentran en recipientes
dispuestos en círculo (unos 12 recipientes) con capacidad aproximada de un litro cada uno.
El transporte automático de las piezas de un recipiente a otro se realiza por medio de un
sistema cuyo programa se determina de antemano, y se puede variar según las necesidades.
Los dos últimos recipientes contienen parafina y pueden ser calentados, las piezas se
colocan en pequeñas cápsulas que a su vez se introducen en una cestilla. Esta cestilla tiene
un movimiento suave de rotación a fin de facilitar y acelerar el movimiento suave de
rotación a fin de facilitar y acelerar el proceso de impregnación de las piezas con los
distintos líquidos.
Con el aparato automático funcionando es posible incluir un gran número de piezas.
Después de este recorrido, cada pieza esta en condiciones de ser incluida en parafina.
6.- DESPARAFINACIÓN.
La desparafinación se realiza de dos maneras:
1º Pasando la pieza cortada del bloque por la estufa, y por medio del calor eliminamos
una cantidad importante de la parafina que contienen el corte.
2º Realizando una serie de baños, normalmente tres de varios minutos de duración
cada una con Xilol o Tolueno, eliminando de esta manera la parafina que pueda
quedar en los cortes antes de proceder a su rehidratación y coloración.
Entre baño y baño se recomienda el secado de la muestra para contaminar lo menos posible
el baño siguiente.
7. INCIDENTES MÁS COMUNES EN EL PROCESO DE INCLUSIÓN.
6.1.- La pieza tiende a agrietarse y desengastarse del bloque.
Ocurre como consecuencia de:
 La pieza ha sido deshidratada mal.

 La pieza ha sido deshidratada muy rápidamente.
 La parafina estaba demasiado fría en el momento de la inclusión.
 La parafina del bloque se ha enfriado demasiado lentamente.
Solución:
 Rectificar los tiempos de deshidratación y aclaramiento.
 Comprobar temperatura de la parafina durante la inclusión.
 Proceder a un enfriamiento de la parafina más rápido.
6.2.- Los bloques son friables, granulosos y sembrados de manchas blancuzcas.
 La parafina es de mala calidad.
 La parafina ha sido utilizada muchas veces antes.
 Mezcla no homogénea de varias parafinas.
 Presencia de vapores de formol en el dispensador.
Solución:
 Rechazar esta parafina y realizar la inclusión en otra nueva.
6.3. Pasadas algunas semanas los bloques se incurvan y se agrietan.
 El Alcohol y/o el Xilol utilizados en la deshidratación y aclaración eran de mala
calidad, estaban contaminados o quizás estropeados.
Solución:
 En estos casos la pieza está generalmente perdida, no obstante intentar realizar
una nueva inclusión.
MICROTOMOS Y SUS CLASES. MICROTOMÍA. CONFECCIÓN DE CORTES.
1.- INTRODUCCIÓN.

2.- DIFERENTES TIPOS DE MICROTOMOS.
2.1.- Microtomo tipo MINOT.
2.2.- Microtomos de corredera.
2.3.- Microtomo de deslizamiento
2.4.- Microtomos de congelación.
2.5.- Criostato o criotomo.
2.6.- Ultramicrotomo.
3.- CONFECCIÓN DE CORTES.
4.- INCIDENTES Y CONTRATIEMPOS MÁS COMUNES EN MICROTOMÍA.
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1.- INTRODUCCIÓN.
El microtomo es un instrumento mecánico con el que se realizan secciones tisulares de
espesor micrométrico y, por lo tanto, lo suficientemente delgadas para permitir su ulterior
observación microscópica.

2.- DIFERENTES TIPOS DE MICROTOMOS.
Existen diferentes tipos de micrótomos, los más usuales son los que describiremos a
continuación, todos ellos poseen idénticos principios básicos de funcionamiento, sea el
modelo que sea:
 Un soporte para el bloque.
 Un soporte para la cuchilla.
 Una cuchilla, que debe estar bien afilada y suavizada, hay diferentes tipos de
cuchillas dependiendo de su utilización:
 De acero: desechables, prácticas para trabajos de rutina y finos (hoy
se trabaja con ellas, desplazando a las del filo de afilado).
 Acero permanentes, que las clasificaremos según el filo en planas
(parafina, congelación), plana de una sola cara (plástico o parafina
dura) plano-cóncava (celoidina y parafina blanda).
 De vidrio o diamante (resinas sintéticas) estudios de microscopia
electrónica.
 Un mando de avance macrométrico, para el devastado.
 Un mando de avance micrométrico, para el corte.
 Un sistema de avance a veces a través de l porta bloques o del porta cuchillas, de
tipo rotativo, por deslizamiento o térmico.
El micrótomo debe conservarse limpio de parafina y bien engrasado, no sobrepasar la
señal de seguridad del porta bloques.
El porta bloques en el que apoya el material que se va a cortar avanza discontinuamente
sobre una cuchilla gracias a un mecanismo regulable de cremallera. De forma periódica se
hace incidir el bloque sobre la cuchilla, obteniéndose secciones tisulares de espesor
equivalente al seleccionado previamente en el tornillo micrométrico que controla el avance.
2.1.- Micrótomo tipo MINOT (1885).
En este microtomo, la cuchilla está fija a un pedestal del aparato, el bloque de inclusión
(parafina o celoidina) está fijada a un brazo móvil llamado pinza porta bloques, colocado en
posición vertical, se mueve de arriba y abajo delante del filo de la cuchilla. Cuando el
movimiento de rotación del brazo del micrótomo se convierte en lineal produce además el
avance automático constante de porta bloques.

Un volante movido a mano, da a las oscilaciones verticales una buena regularidad, el
Micrótomo debe limpiarse todos los días y ser cuidadosamente liberado de la parafina caída
estos micrótomos permiten obtener cortes de 3/5 micras de espesor.
Ventajas:
Su mecanismo (rotación y traslación) le confiere gran precisión y producir secciones
seriadas muy finas
Inconvenientes:
Elevado precio, debido a la complejidad del mecanismo de avance, la imposibilidad de
cortar con él tejidos incluidos en celoidina gelatina y propilenglicol.
2.2.- Microtomo de CORREDERA.
En los cuales las cuchillas movidas directamente a mano, se desplazan horizontalmente
sobre una o dos correderas, tiene un rendimiento bajo, pero nos permite hacer grandes o
extensos cortes aunque un poco gruesos, se suele utilizar para hacer cortes geográficos de
cerebros incluidos en celoidina, pero también se puede utilizar para realizar cortes de
productos incluidos en parafina (muy poco uso).
2.3.- Microtomo de DESLIZAMIENTO.
Existen dos tipos fundamentales de micrótomos de deslizamiento, según que se movilice el
porta bloques sobre la cuchilla, permaneciendo esta fija, o viceversa. En ambos casos, el
movimiento que produce el corte es el avance y retroceso de la parte móvil del micrótomo
sobre unas guías metálicas
Ventajas
Pocas averías por su diseño sencillo, control directo por el operador sobre la inercia del
corte, puede seccionar bloques titulares de mayor tamaño, permite efectuar cortes sobre
tejido incluido en celoidina
Inconvenientes
No permite realizar cortes seriados (proceso más lento), la exposición de la cuchilla
favorece la producción de accidentes, los cortes no pueden ser inferiores a 8 micras.
2.4.- Microtomo de CONGELACIÓN.

Tienen el mismo tipo de construcción que los anteriores, tanto de corredera como del tipo
Minot.
Se utiliza para efectuar secciones de tejido congelado y no deshidratado.
La diferencia más grande e importante estriba en que estos micrótomos, unas veces
funcionan a temperatura ambiente de los laboratorios y otras a unas temperaturas de
-15/20ºC y están contenidos dentro de unas cámaras congeladas (criostatos o criotomos).
En los primeros (temperatura ambiente), se suele utilizar la congelación por CO2 y en los
segundos, la congelación instantánea por inmersión en nitrógeno líquido.
Según autores, unos consideran o recomiendan la congelación de la cuchilla, y otros
preconizan además, la congelación de todo el instrumental necesario.
Este tipo de micrótomo ha sido desplazado por el criostato, salvo cuando se precisan
secciones de gran para estudio simultáneo arquitectural e histoquímica (técnicas del
sistema nervioso).
2.5.- Criostato o criotomo.
Consta de un microtomo de tipo Minot, semejante al convencional de parafina, incluido en
una cámara de congelación. El volante de inercia que controla la realización del corte
permanece en el exterior, mientras que la cuchilla y el mecanismo de avance están
situados dentro de la camera fría (normalmente a -20ºC) pese ala disposición horizontal de
la cuchilla, la obtención de secciones seriadas es posible gracias ala existencia de un
sistema antienrollamiento, que obliga al corte a deslizarse sobre la cuchilla.
Frente al microtomo convencional de congelación, el criostato puede realizar cortes de
4 micras, y en manos experimentadas hasta dos micras; en AP este micrótomo es de uso
común no solo para biopsias intraoperatorias, también para estudios histoenzimáticos o
inmunohistoquímicos que se practican en tejido congelado.
Los criostatos deben ser objeto de muy atentos cuidados. Deben descongelarse con
regularidad, y durante el deshielo secados y engrasados a fin de absorber la condensación
acuosa y evitar la oxidación (aceite especial fluido a baja temperatura). Dentro de la
cámara de algunos criostatos hay incorporado un dispositivo de gas freón, lo cual permite la
congelación en 1 ó 2 minutos. La experiencia demuestra que este plazo es demasiado largo y
provoca, como corriente de CO, distorsiones titulares perjudiciales para el buen estudio
citológico y topográfico, la inmersión de la pieza en isopentano y después en nitrógeno
líquido, asegura una congelación mas rápida y de mas calidad. La congelación por nieve
carbónica o aerosoles (freón, cloruro de metilo) está desaconsejada.

2.6.- Ultramicrotomo.
Es un micrótomo tipo Minot para cortes de parafina, aunque dotado de numerosas mejoras,
vamos a enumerar algunas:
 Permite efectuar secciones en nanómetros de espesor a partir de material
incluido en plástico.
 Sistema de iluminación múltiple con luz incidente sobre el bloque, transluminación
de éste y campo oscuro.
 Acople a un microordenador que permite el ajuste digital.
 Platina regulable y apta para cuchillas de vidrio o diamante.
 Sistema óptico con microscopio esteroscópico incorporado.
3.- CONFECCIÓN DE CORTES.
Una vez confeccionado el bloque de parafina, o de cualquier otro medio de inclusión, debe
dividirse en cortes suficientemente delgados para ser estudiados por transparencia.
La confección de estos cortes delgados, ha constituido durante largo tiempo el principal
escollo de las técnicas histológicas. Este problema ha sido progresivamente resuelto,
gracias por una parte a la impregnación y revestimiento de los tejidos fijados, dentro de
sustancias de consistencia firme, INCLUSIÓN y por otra la creación de aparatos precisos
capaces de hacer secciones sumamente delgadas, MICROTOMOS.
Realizar los cortes convenientemente, requiere cuidado y destreza, luz adecuada y
temperatura moderada. Se dispondrá de un juego de cuchillas (cuchillas de desbaste y de
corte), una superficie obscura, sobre la que se colocaran los cortes obtenidos, una pinza
plana, una espátula o pincel destinados a sostener y atraer con cuidado la extremidad de la
tira, un juego de agujas para seccionar limpiamente los cortes mejores de la tira.
Después de fijar sólidamente y orientar de forma conveniente mediante tornillos
adecuados, el cuchillo y el porta bloques, se coloca con la mano el bloque casi en contacto
con el filo de la hoja a fin de que desde los primeros avances automáticos la pieza esta
encajada.
El bloque es primeramente desbastado mediante algunos cortes gruesos efectuados con la
cuchilla correspondiente. Después de reemplazar esta por la hoja de corte, y de regular el
avance automático del microtomo (1/200 y 1/300 mm.) se empieza el corte propiamente
dicho del bloque dando vueltas con regularidad al volante del microtomo (empezar el
corte, dándole a la manivela con movimiento firme y continuo no demasiado rápido,
hasta obtener una tira).
La velocidad del volante debe variar según el grosor de los cortes y la dureza de las piezas.
En general es preferible ir lentamente para los bloques blandos y dar vueltas más rápidas
para las piezas duras.

Los movimientos alternativos del bloque sobre el filo de la cuchilla crean sobre la cinta una
carga de electricidad estática ligera, pero suficiente para que se adhiera íntimamente a la
superficie de la cuchilla. Este inconveniente lo eliminaremos sencillamente, proyectando el
aliento sobre la cara del bloque a cortar con la boca muy abierta.
Una vez formado el corte, o la tira, se recoge delicadamente con ayuda de la espátula,
pincel o aguja y se deposita sobre el papel o superficie obscura, con el fin de seleccionar
los cortes más finos y perfectos.
Entre tira y tira, o después de haber realizado varios cortes, es útil limpiar el filo de la
cuchilla de los pequeños restos de parafina que pueda haber y que nos van a producir
problemas en la obtención de nuevos cortes o tiras.
Una vez obtenidos los cortes, se pasarán por un baño de alcohol de 50º para producir un
pequeño endurecimiento y posteriormente pasarán por un baño de agua a 37ºC para
producir el estiramiento del corte y así poder ser depositado en el portaobjetos
correspondiente.
4.- INCIDENTES Y CONTRATIEMPOS MÁS COMUNES EN MICROTOMÍA.
CORTES DE DISTINTO GROSOR (delgado-grueso) etc.
 Juego en las correderas del micrótomo.
 Soporte mal fijado.
 Inclinación insuficiente de la hoja que frota sobre una amplia superficie al ascender
el bloque.
 Dientes usados.
Solución:
 Fijar bien la cuchilla y el bloque.
 Comprobar temperatura ambiente, por si fuera elevada.
 Engrasar las correderas y comprobar dientes.
 Aumentar ligeramente la inclinación de la cuchilla.
EL CORTE ES DE ESPESOR IRREGULAR SEGUN EN QUE PUNTOS.
 Vibraciones de uno de los órganos del microtomo.
 Juego en las correderas.

 Vibraciones en la hoja de cuchilla demasiado delgada, como consecuencia de un
bloque de dureza desigual.
Solución:
 Bloquear bien lo tornillos del portacuchillas.
 Reglar o hacer reglar el microtomo.
 Tomar una cuchilla menos alta o de cabeza más larga.
LA CINTA SE INCURVA.
 Las aristas del bloque no son paralelas.
Solución:
 Recortar el bloque.
LOS CORTES SE ENROLLAN Y NO FORMAN TIRA.
 La temperatura ambiente es demasiado baja o la parafina es demasiado dura.
Solución:
 Aumentar la temperatura ambiente.
 Hacer los cortes más delgados si es posible.
 Disminuir ligeramente la inclinación de la cuchilla.
 Cortar cerca de un foco de calor.
LOS CORTES ESTAN COMPRIMIDOS Y PISADOS.
 La cuchilla está. desafilada.
 La temperatura ambiente es demasiado alta.
 El bloque se encuentra en las proximidades de un foco de calor demasiado alto.
Solución:
 Afilar y pulir más la cuchilla.
 Probar en otra zona de la cuchilla.
 Enfriar el bloque en el congelador.
 Apartarnos del foco de calor próximo.

LOS CORTES SE RESQUEBRAJAN Y PULVERIZAN.
 La cuchilla está demasiado inclinada.
 Los cortes son demasiado finos.
 El tejido está relleno de sangre o ha sufrido una mala fijación en principio.
Solución:
 Disminuir la inclinación de la cuchilla.
 Hacer cortes más gruesos.
 Probar a cortar más deprisa.
LOS CORTES TIENEN ESTRIAS O ESTÁN DESGARRADOS.
 La cuchilla esta mal pulimentada.
 Cuchilla sucia, presencia de restos y suciedad sobre el corte de la hoja.
 Calcificaciones dentro de la pieza.
 Hilos, cuerpos extraños en pieza o parafina.
Solución:
 Escoger un sector diferente del filo de la cuchilla.
 Entre tira y tira, limpiar con muchísimo cuidado el bisel con una gasa empapada con
xilol.
 Limpiar con cuidado, el vértice interno de la hoja.
LA CUCHILLA SALTA.
 Material demasiado duro.
Solución:
 Utilizar la cuchilla adecuada.
 Dar un ángulo mayor al corte.
 Calentar ligeramente el bloque.

LOS CORTES QUEDAN PEGADOS A LA CUCHILLA.
Ocurre a consecuencia de:
 Atmósfera demasiado seca en la habitación.
Solución:
 Echar aliento sobre el bloque.

MICROTOMO DE ROTACIÓN

CRIOSTATO

MICROTOMO DE DESLIZAMIENTO

PROCESO DE CORTES DE UNA CUCHILLA DE VIDRIO
Vista superior de la cuchilla sobre la cual esta montada la cubeta metálica. Una tira de
cortes flota en la superficie del agua contenida en la cubeta.
Esquema mostrando el plegamiento de un corte en el momento de la sección.

Cuchilla de vidrio sobre la
cual se ha montado una
cubeta metálica.
Cuchilla de vidrio sobre la cual se ha
montado una cubeta formada por una
tira adhesiva.
REALIZACIÓN DE LA PIRÁMIDE EN UN BLOQUE PARA MICROTOMÍA CON
CUCHILLA DE VIDRIO.
Aspecto de un bloque cortado visto de frente y perfil.

ÁNGULO CORRECTO DE CORTE CON CUCHILLA DE VIDRIO.
Ángulo formado entre una de las caras de la cuchilla y la superficie de la muestra.

INTERIOR.
A  Freno.
B  Uña.
C  Rueda dentada.
O Tornillo - freno.
D  Disco ajustador del grosor en micras.
E  Pinza sujeta bloques de tornillo.
F  Tornillo de presión pinza sujeta bloques.
H  Palanca sujeción del cabezal portabloques.
I  Tornillo ajustador mantenimiento ángulo de corte.

W  Rueda o volante de conducción o manejo.
INTERIOR.
G  Cuerpo cabezal porta bloques.
J  Cuchilla microtomo.
K  Montura soporte del cuchillo.
L/M Tornillo sujeción cuchillo.
P Tornillo sujeción castillo portacuchillo.
Q  Palanca fijación tornillo del castillo portacuchillo.
U  Tornillo de ajuste fino.
R  Tornillo de media tuerca.
S  Media tuerca.

T  Eje del microtomo
MONTAJE DE LOS CORTES Y PREPARACIÓN PARA SU COLORACIÓN.
1.- INTRODUCCIÓN.
2.- LÍQUIDOS DE EXTENSIÓN Y ADHERENCIA.
3.- EXTENSIÓN.
4.- ESCURRIDO.
5.- SECADO.
6.- MARCADO DE PORTAOBJETOS.
7.- PREPARACIÓN DE MUESTRAS ANTES DE SU COLORACIÓN.
8.- INCIDENTES MÁS COMUNES EN EL MONTAJE.
9.- GLICERO—ALBUMINA. (Preparación de la misma.).

1.- INTRODUCCIÓN.
El montaje de los cortes sobre portaobjetos requiere tres operaciones distintas:
extendido, adherencia y secado de la preparación.
Los cortes aislados y de la tira son irregulares y finalmente plisados. Para ser utilizados se
debe, sin modificar los caracteres de sus elementos, aplanarlos, extenderlos y fijarlos
sobre una lamina de cristal (portaobjetos).
Los portaobjetos de cristal deben estar muy limpios y sobre todo completamente
desengrasados, siendo de esta manera perfectamente transparentes y uniformemente
mojables.
Si sobraran portaobjetos para una posterior utilización, se deberán guardar en tarros
llenos de agua destilada.
2.- LÍQUIDOS DE EXTENSIÓN Y ADHERENTES.
Estos líquidos deben ser a la vez eficaces y totalmente invisibles, o sea que deben adherir
solidamente el corte sobre el portaobjetos, sin alterar en absoluto la transparencia ni la
colorabilidad.
En la actualidad el más utilizado en la Glicerina-Albúmina o (Glicero-Albúmina de Hayer),
compuesto de albúmina de huevo filtrada y glicerina a partes iguales, más un poco de timol
para su conservación.
3.- EXTENSIÓN Y ADHERENCIA.
Los portaobjetos una vez secos, se les coloca una gota de glicero-albúmina que es
extendida sobre toda la superficie del mismo.
Los cortes, bien aislados o en tiras, se colocan dentro de una bañera de estiramiento,
previo paso por alcohol de 50º, que contiene agua caliente (45ºC). La tira o los cortes
aislados en contacto con el agua caliente se extienden desapareciendo completamente el
plisamiento.
Una vez ocurrido esto, se desliza por debajo de los cortes un portaobjetos limpio e
impregnado de glicero-albúmina, elevándolo ligeramente quedará extendida la muestra
sobre él, después de lo cual se eliminará el exceso de agua y glicero-albúmina.
En algunas preparaciones que contienen núcleos fibrosos o cartilaginosos, se extienden con
frecuencia incompletamente y dejan algunos pliegues que no se pueden eliminar.

Libro de Prácticas de 4º de Anatomía Patológica. FPII.

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