1. Criterios para la obtención de
muestras de Laboratorio.
Alejandro Samayoa Arias
Carlos Iván Cordero Lievano.

2. 1.Punción venosa
 El lugar donde se toma la muestra debe estar iluminado.
 El paciente y el operador deben estar cómodos.
 Verificar todos los elementos necesarios : Alcohol, vacutainer,
agujas, adaptadores mariposa, tubos y etiquetas.
 Tranquilizar al paciente.
 Seleccionar el sitio a puncionar.
 Realizar asepsia antes y después de la extracción.
 Una vez obtenida la muestra ponerla en el tubo
correspondiente y etiquetarlo.
 Enviar la muestra a laboratorio o almacén.

3. 2.Punción capilar
 Sitio de punción: pulpejo del dedo, talón, lóbulo.
 Entibiar o golpetear la zona a puncionar
 Desinfectar la zona
 Usar una lanceta nueva estéril.
 Presionar el sitio de punción con un algodón seco hasta parar
el sangrado.

4. 3.Tiempo de sangría método Duke
 Materiales : lanceta estéril, cronometro, papel filtro, torunda
yodada
 Procedimiento:
 Graduar el papel filtro cada 30 segundos.
 Limpiar el lóbulo de la oreja con un algodón yodado (sin frotar).
 Cada 30 segundos se seca la gota.
 El tiempo de sangría es el tiempo en que se seco la gota por
ultima vez

5. 4.Punción Arterial
 Realizar el procedimiento entre dos personas.
 Lavado de manos según la técnica.
 Colocarse guantes de procedimiento
 Reunir el material a usar
 Localizar la arteria mediante el manual de palpación.
 Fijar el antebrazo del niño con la muñeca en extensión
 Limpiar con alcohol al 70%
 Puncionar en un ángulo de 30 a 45 grados
 Comprimir el sitio de la punción durante 5 minutos
 Identificar la muestra y llevarla a laboratorio en una caja con hielos
 Anotar los datos en la orden de examen

6. 5. Hemocultivo
 Se deben obtener muestras para inocular dos matraces con
un período entre toma de 30 mins a 1 hora
 Adultos: recolecte de 10 a 15 ml
 Niños : recolecte de 1 a 5 ml
 Recuerde que el volumen de sangre es critico en el
rendimiento de hemocultivo ya que la concentración de
microorganismos en la sangre generalmente es baja
especialmente en adultos
 Realizar punción venosa

7. 6. Test de tolerancia a la glucosa
 El paciente debe cumplir un ayuno estricto de mínimo 6 horas
 Se deben identificar los 3 tubos fluoruro con el nombre del
paciente y enumerarlos del 1 al 3
 Tubo 1: control basal
 Tubo 2: control 60 mins
 Tubo 3: control 120 mins
 Tomar muestra de sangre para control basal y realizar
hemoglucotest
 Si el valor de este ultimo diera sobre 120 mg/dl no podra
realizarse la prueba al paciente y se entregara al medico solo
el valor del resultado basal

8.  Dar al paciente dosis de glucosa según el siguiente sistema
 Adulto: 75 gr de glucosa
 Niño: <50 kilos: 50 gr de glucosa (si lo supera dosis de
adulto.
 La glucosa debe ser disuelta en 250cc de agua y se agrega
acido cítrico
 El paciente debe estar en reposo y sin ingerir alimentos o
agua durante todo el examen.

9. 7.Glucosa post prandial y post carga
 Si el médico indica glucosa basal y post prandial, deberá
tomarse la primera muestra al paciente y luego deberá indicar
que tome su desayuno de costumbre. Terminado este deberá
anotar la hora, transcurridas 2 horas tomar la muestra
glucosa post prandial. Recordar numerar los tubos y poner
cada tubo etiquetas.
 Si el medico indica glucosa post carga , el paciente deberá
reemplazar el desayuno por una sobrecarga de glucosa de 75
gr. Igualmente transcurridas 2 horas se deberá tomar la
muestra de sangre correspondiente
 En todos los casos el paciente deberá cumplir un ayuno de 8-
12 horas.

10. OBTENCIÓN DE MUESTRAS DE
ORINA

11. 1.Orina completa y Urocultivo
 Se debe preferir la orina de la mañana, por ser de mayor
concentración y la segunda micción para evitar contracción
externa
 La primera muestra se debe obtenerse de forma aséptica en
un tubo estéril después de un aseo del área genital enjuague
con abundante agua
 Si la paciente es mujer en menstruación colocar un tampón
vaginal de algodón para impedir la contaminación de la
muestra
 Si el envío al laboratorio demora mas de una hora mantenga
la muestra refrigerada

12. 2. Recolección orina 24 horas
 Empezar con la primera orina de la mañana , orinando a
fondo y eliminándola
 Juntar toda la orina del resto del día y noche
 Durante la recolección mantener la orina en un lugar fresco
 Rotular los frascos con el nombre del paciente peso y talla
 Durante el periodo de recolección ingerir liquido de forma
NORMAL
 Enviar la totalidad de la orina a laboratorio

13. 3. Orina de lactantes menores de 3 años
 Se deben utilizar recolectores, los que se instalan luego de un
aseo cuidadoso con agua limpia
 La utilización de recolector no excederá un tiempo de 30 mins
(por riesgos de contaminación de la muestra) si sucede debe
cambiarse por otro
 Se puede utilizar máximo 3 recolectores en el día ya que el
adhesivo puede causar daños en la piel
 Si no se obtiene la muestra se debe citar al lactante o al niño
el día siguiente

14. OBTENCIÓN DE MUESTRAS BATERIOLÓGICAS

15.  Las muestras deben venir acompañadas de su respectiva hoja de
pedido donde deben llenarse todos los datos solicitados por el
laboratorio.
 En todos los casos es imprescindible: 1) nombre completo, 2) Nº de
Cédula de Identidad o Nº de registro, 3) edad, 4) sexo, 5) servicio,
policlínica o internación ( piso, sala, cama) 5) tipo de muestra :
urocultivo, exudado de herida quirúrgica de tórax, pus de colección
intrabdominal, etc. 6) consignar si el paciente recibió antibióticos en
los últimos 7 días, si es así anotar nombre del ATB , dosis y vías de
administración.
OBTENCIÓN DE MUESTRAS
BATERIOLÓGICAS

16. 1.Abscesos fístulas y heridas
 Limpie la superficie del absceso o herida con una solución
salina estéril o alcohol etílico al 70%
 Si el absceso es cerrado preferiblemente aspire con aguja la
muestra de la base o de la pared de la lesión
 En caso de absceso abierto, fístula o herida introduzca un
hisopo profundamente en la base bordes activos de la lesión
sin tocar el área superficial ya que puede introducir en la
muestra bacterias que están colonizando la superficie y no
están envueltas en el proceso infeccioso
 La muestra debe ser refrigerada 1 hora
 No obtener solo pus ya que ésta no es representativa de la
lesión

17. 2. Quemaduras
 Limpiar y desbridar la superficie de la quemadura antes de
proceder a coleccionar la muestra
 Una pequeña cantidad de tejido puede ser apropiada
 Realizar cultivo aerobio solamente

18. 3. Catéter
 Limpie la piel alrededor del catéter con alcohol etílico al 70 %
 Asépticamente remueva le catéter y corte 5 cm. de la punta
distal y colóquela en un tubo o envase estéril sin medio de
cultivo
 Trasporte inmediatamente al laboratorio para prevenir
desecación

19. 4. Úlcera de decúbito
 Limpie la superficie con solución salina
 Tome una muestra biopsia del tejido o un aspirado con
jeringuilla de la lesión
 Un hisopo no es la mejor elección para colectar la muestra
sin embargo cuando no es posible de otra forma presione
vigorosamente la tórula en la base y bordes activos de la
lesión

20. 5.- Oído
 La timpanocentesis está reservada para casos complicados
 El espécimen de escogencia es un aspirado del tímpano
 El hisopo no es recomendado para la colección de muestras
para diagnosticar otitis media, ya que pueden contaminarse
con la flora externa.

21. 6.- ojos
 Tome muestra de cada ojo con diferentes hisopos
previamente humedecidos con solución salina estéril, rotando
el algodón por la superficie de la conjuntiva.
 No se debe utilizar el término “ojo” u “ocular” para identificar
la muestra. Sea más específico al describirla: secreción
conjuntival, secreción corneal, secreción acuosa o vítrea.

22. 7.- Nasal
 Inserte un hisopo humedecido con solución salina estéril
alrededor de 2 cm dentro de la fosa nasal
 No refrigere la muestra
 Realizar solo cultivo aerobio.

23. 8.- Nasofaríngeo
 La muestra debe ser tomada evitando la contaminación con
la flora nasal u oral
 Rote lentamente el hisopo para absorber la secreción
 El cultivo rutinario de la nasofaringe no es recomendado

24. 9.- Faringe
 Utilizando un depresor, presione la lengua hacia abajo para
observar el fondo de la faringe y el área tonsilar para localizar
el área tonsilar para localizar el área de inflamación y
exudado
 Utilizando un hisopo (alginato de calcio o de Dacrón), rote el
mismo sobre el área de exudado, amígdalas y faringe
posterior.


25. 10.- Esputo por expectoración
 El esputo podría no ser la muestra apropiada para determinar
el agente etiológico de neumonía bacteriana. La sangre, el
lavado bronquial o el aspirado transtraqueal son mas
seguros.

26. 11.- Esputo inducido
 Con ayuda de un nebulizador, haga que el paciente inhale 25
ml de solución salina estéril al 3-10%.
 Colecte el esputo inducido en un envase estéril. Además se
debe anotar con cinta masking tape en el tubo de recolección,
los datos del paciente.

27. 12.- Aspirado traqueal
 Colecte el espécimen a través de una traqueotomía o tubo
endotraqueal.
 Envíe al laboratorio rápidamente o coordine para su pronta
entrega.
 No refrigere la muestra.

28. 14.- Orina por cateterización
 Inserte la aguja dentro del capilar y colecte la orina dentro de
la jeringuilla.
 Transfiera la orina a un envase estéril.
 Enviar inmediatamente al laboratorio. En caso contrario
refrigerar la orina por no más de cuatro horas.

29. 15.- Orina por aspiración
suprapubica
 Introduzca la aguja calibre 22 dentro de la vejiga entre el
pubis y el ombligo.
 Aspire alrededor de 20 ml de la vejiga y transfiera la orina
asépticamente a un envase estéril.

30. OBTENCIÒN MUESTRAS DE
DEPOSICIONES

31.  La muestra debe tomarse lo antes posible, en la fase aguda
de la enfermedad y antes de comenzar el tratamiento
antibiótico
 En la toma de muestra de pacientes ambulatorios lo ideal es
la deposición fresca recién emitida, si es sólida en una
cantidad de 1 a 2 gramos y si se trata de deposición líquida 3
a 4 ml suficientes.

32. 1.- Leucocitos fecales
 Se debe tomar una muestra de deposición en un frasco de
boca ancha estéril o limpio
 No sirve la muestra tomada con torula
 Debe ser procesada lo antes posible (2 horas), sino
mantenerla refrigerada hasta su entrega al laboratorio.
(el mismo procedimiento se sigue con el rotavirus, ph y
azucares y coprocultivo.

33. Hemorragias ocultas
 Toma de muestra:
 Con una paleta tome una porción de deposición de dos
diferentes aéreas, póngala en el frasco entregado por el
laboratorio y llévelo a la brevedad a la toma de muestra
(durante el día).
 Repetir la operación según el numero de muestras
solicitadas, tomando una cada día.

34. OBTENCION DE MUESTRAS
PARASITOLOGICAS.

35. 1.- parasicológico directo (diagnostico de
parasito directo en deposiciones)
 Poner en frasco con liquido una porción de deposición recién
emitida del tamaño de una aceituna si es consistente, o de
una cucharada sopera si es liquida, mezclar bien y guardar
en lugar fresco y seco.
 Si se observan parásitos (gusanos), colocarlos en frasco
aparte con agua y llevarlo al laboratorio junto al frasco de
examen.

36. 2.- parasicológico seriado de
deposiciones.
 Poner en uno de los frascos con liquido una porción de
deposición recién emitida, del tamaño de una aceituna, si es
consistente, o de una cucharada sopera si es liquida, mezclar
bien y guardar en lugar fresco y seco. Repetir el
procedimiento los otros días de recolección.
 Si se observan parásitos (gusanos) colocarlos en frasco
aparte con agua y llevarlo al laboratorio junto a los frascos de
examen.

37. OBTENCION DE MUESTRAS DE
SECRECION VAGINAL Y
URETRAL.
 En la mujer la muestra debe ser obtenida utilizando una torula
la cual debe ser rotada en fondo saco cervical, previa
colocación de un especulo lubricado solamente con suero
fisiológico tibio.

38. TRANSPORTE DE MUESTRAS
 Luego de ser obtenida la muestra de sangre, debe colocarse
en un recipiente seguro (gradillas facilitadas por laboratorio
campus).
 Antes del transporte al laboratorio, estas muestras deben
colocarse en un recipiente secundario a prueba de
filtraciones, para el caso de ruptura accidental del recipiente
primario.

39. LOS ERRORES PREANALITICOS CONSTITUYEN
CERCA DEL 30 % DE LA CAUSA DE ERROR EN LOS
RESULTADOS DE EXAMENES.
 Tiempo: la demora en el traslado es critica para algunas
muestras, tales como, líquidos orgánicos que coagulan
rápidamente, muestras para cultivo bacteriológicos por el
crecimiento bacteriano, muestras de sangre por alteraciones
bioquímicas, etc.
 Luz: altera las determinaciones de algunos parámetros como
bilirrubina, falseando los resultados.

40. CRITERIOS PARA EL RECHAZO
DE MUESTRAS
 Algunas muestras no reúne los requisitos para ser analizadas
en el laboratorio. Considerando el axioma “ Un examen no
puede ser mejor que la muestra”.

41. CARACTERÍSTICAS FÍSICAS DEL MATERIAL
ENTREGADO A CADA TOMA DE MUESTRAS
TUBOS Y FRASCOS:
 TAPA LILA: Contiene EDTA como anticoagulante, el cual se
llena al vacío con tres mililitros de sangre mezclando
suavemente.
 TAPA AMARILLA: Es un tubo que contiene un gel que
permite la separación de la muestra especialmente utilizando
para muestras de bicarbonato.
 TAPA ROJA: Este tubo no contiene anticoagulante, por lo
tanto sirve para las determinaciones bioquímicas de rutina:
creatinina, transaminasas, etc.
 TAPA GRIS: Este tubo posee como anticoagulante Fluoruro
de Sodio, el cual es específico para ala determinación de
glicemia evitando que se altere su medición.

42.  TAPA CELESTE: Este tubo contiene citrato como
anticoagulante, el cual se utiliza para pruebas de
coagulación, cabe señalar que solo es necesario un tubo con
dos mililitros para medir tiempo de protrombina.
 TAPA DE GOMA CAFÉ: Es un tubo sin anticoagulante, estéril
de diez mililitros que permite el transporte para calculo de
KTV, exámenes líquido peritoneal, dializado nocturno, etc.
 TORULA TAPA AZUL: Es un medio de transporte llamado
Stuart, el cual ayuda al traslado demuestras tomadas de
heridas para ser cultivadas bactereológicante, brindando las
condiciones adecuadas para la viabilidad del posible
patógeno que se requiere buscar.
 TORULA TAPA ROJA: Es también un medio de transporte y
se utiliza solamente para muestras de coprocultivo.
 FRASCOS DE ORINA TAPA ROJA: Son tubos estériles boca
ancha de cincuenta mililitros que se utiliza principalmente
para urocultivos y también microalbuminuria.

43. SISTEMA VACUTAINER
 HOL DER O SOSTENEDOR: Contenedor plástico amarillo o
transparente en donde se ensambla la aguja y que en su
parte inferior posee una capucha en donde se insertan los
tubos para la toma de muestra.
 AGUJAS: Están dentro de cápsulas verdes y tienen dos
partes, una cubierta de goma en donde se insertan los tubos,
y la aguja que es con la cual se punciona al paciente solo una
vez.
 ADAPTADOR MARIPOSA: Este permite adaptar el sistema
vacutainer para uso de mariposas, en pacientes de difícil
acceso venoso o en lactantes y niños.
 DESCARTADOR CORTOPUNZANTE: Son contenedores
plásticos que en su extremo superior poseen un dispositivo
que permite el descarte rápido y efectivo de las agujas.