PARASITOLOGIE

1. COPROLOGIE PARASITAIRE

2. •Interrogatoire du patient indispensable: origine géographique, voyage, immuno-
dépression, signes cliniques,…
•Prélèvement des selles:
-2 à 3 fois sur quelques jours (rareté parasitaire, émission discontinue d’éléments
parasitaires)
-éviter alimentation riches en résidus (légumes verts, secs, fruits)
-transport rapide au labo
-si examen différé, fixation du prélèvement (eau formolée, milieu de conservation
MIF)
•Examen parasitologique:
-macroscopique des selles
-microscopique direct
-microscopique après techniques de concentration classique
-microscopique après techniques spéciales

3. •Examen macro:
-aspect selles (dures, moulées, molles, pâteuses, liquides)
-couleur, présence de sang ou glaires
-présence d’éléments nutritionnels
-présence de parasites macroscopiques (vers ou fragments de vers: anneaux
Ténia, ascaris, oxyures…)
•Examen micro (10 et x40) :
-œufs ou larves de(vers helminthes
-kystes ou forme végétative de protozoaires

4. Prélèvements
• Contenant propre à large
ouverture
• Plastique ou verre
transparent
• Fixateur
– Formol 10%
– Polyvinyl alcool PVA
– Sodium-acétate-formol SAF
• Conservation
– Courte durée
– 4°C

5. Consignes
• Éviter de contaminer le prélèvements avec de
l’urine, de la terre ou de l’eau
• Éviter : anti-diarrhéique, laxatif, huile
minérale, antibiotiques, baryum
• Quantité
– Liquide 15-20 ml
– Solide 20-40 g

6. Conservation des selles
Conservation provisoire par le froid
• Pour éviter toute déshydratation, placer les selles dans récipient hermétique et
déposer dans une glacière ou dans un réfrigérateur dont le thermostat assure une
ambiance à +4°C. → les œufs d’helminthes et les kystes de protozoaires se
conservent pdt plusieurs jrs et même des semaines de façon suffisante pour
que leur identification demeure facile.
Conservation définitive par les liquides fixateurs
•Œufs d’helminthes et des kystes de protozoaires
→ Solution fixatrice et conservatrice : dont la concentration en formol varie
selon la consistance des selles
- selles fermes : 5%
- selles pâteuses : 10%
- selles contenant des œufs d’helminthes très résistants (œufs d’Ascaris)
qui poursuivent leur dvpt lorsque la concentration en formol est trop faible :
20%
• Formes végétatives d’amibes
→ Formol à 10%, MIF,alcool polyvinylique.
• Formes végétatives de flagellés intestinaux
→ beaucoup plus la coloration MIF
•Helminthes adultes
•Nématodes
•Plathlminthes

7. Fixation de l’échantillon
• Fixateur
– formol 10%
– Sodium acétate - acide acétique – formaldéhyde
– Alcool polyvinylique (PAV)
– Mercurothiolate-iode-formol(MIF)
• Proportion : 1 partie de selle pour 3 parties de
fixateur

8. Examens des selles
1. Examen à frais au microscope (selles fraîches)
Ex : Giardia, Trichomonas, amibes, oocystes de coccidies.
2. Colorations extemporanées : Coloration par le lugol (DC)ou l’éosine aqueuse.
Ex : kystes de Giardia.
3. Méthodes de conservation : la conservation peut se faire dans différents
fixateurs(sus-cités)
4. Méthodes d’enrichissement : on sépare et on concentre les éléments
parasitaires dans un faible volume.
a. méthode de flottaison : utilisation de solutions salines denses (ZnCl2, ZnSO4).
b. méthode de sédimentation au formol-éther : les selles sont diluées dans une
solution. aqueuse formolée puis dans de l’éther. La centrifugation permet
d’éliminer les graisses et de concentrer les parasites dans le culot.
5. Coloration permanente : rarement employée (ex : hématoxyline ferrique).
6. Culture de protozoaires fécaux : pour l’obtention d’antigènes parasitaires.

9. Examen macroscopique
• Aspect
– Dures
– Molles
– Liquides
• Couleur
• Particules
– Parties de parasites
– Glaires
– Sang
– Résidus alimentaires

10. Examen macroscopique
• Aspect
– Dures
– Molles
– Liquides
• Couleur
• Particules
– Parties de parasites
– Glaires
– Sang
– Résidus alimentaires

11. Examen microscopique

22. Entamoeba histolytica
Entamoeba histolytica (MIF 20-40 μm)
Les hématies sont colorées en rouge. E. histolytica peut en ingérer une grande quantité. La
forme végétative ressemble alors à un sac de noix. Le noyau est souvent caché par les
hématies. Sur l’image de droite, il est situé dans la partie supérieure gauche du parasite.
Coloration Trichrome

24. Entamoeba histolytica – kyste à 1 noyau (à gauche) (trichrome) et à 2
noyaux à droite (eau formolée 10-15 μm).
Les deux noyaux, un seul est bien visible, entourent un corps sidérophile dont la forme en
cigare est assez caractéristique d’E. histolytica. Les corps sidérophiles d’E.Coli sont
généralement beaucoup plus fins et ressemblent à des aiguilles.

25. Kyste à 4 noyaux

26. AMIBES NON PATHOGENES
Fréquemment retrouvées dans les examens parasitologiques des selles, leur
présence signe une contamination liée au péril fécal, mais elles sont en général
non pathogènes.
AMIBES NON PATHOGENES
Vacuole

29. Kyste à 4 noyaux

31. eau formolée

35. Blastocystis hominis
Trouvé dans 10 à 20 % des selles de patients
Asymptomatiques. Pouvoir pathogène?
Forme arrondie, taille variable (5-25μm)
2 à plusieurs noyaux rejetés en périphérie par une
vacuole

37. Giardia intestinalis
Forme végétative (MGG 15x6 μm)
Tous les éléments caractéristiques de ce protozoaire sont présents : symétrie
bilatérale, forme de cerf-volant, contenant deux noyaux, 8 flagelles dirigés vers
l’arrière, deux d’entre eux formant un faux axostyle.

38. Kystes de Giardia intestinalis (MIF 10-13 x 8 μm)
Les kystes murs contiennent quatre noyaux (non visibles ici). L’élément le plus constant
est un faisceau de flagelles en S allongé qui barre le kyste dans le sens de la longueur.

39. Kystes de Giardia intestinalis

40. Chilomastix mesnilii
Forme végétative
Kyste

42. Trichomonas intestinalis
(Pentatrichomonas hominis)
Forme végétative uniquement

44. Balantidium coli
(classe des Infusoires)
- Seul cilié parasite de l’homme. Le plus grand protozoaire parasite de l’espèce humaine
Examen coprologique direct:
-Forme végétative très mobiles dans selles
liquides
- Kyste dans les selles pâteuses

46. Kystes de

47. Oocystes : sphériques, de 4-5 µm à paroi épaisse, sans sporocystes et contenant 4
sporozoïtes, l'identification est facilitée par la coloration de Ziehl-Nielsen (parasite en
rouge, contre coloration verte (bleue), dans ce cas, les levures sont vertes ou bleues)
Cryptosporidium parvum

49. Oocystes non sporulés dans les selles, 8-
10µm, auto fluorescence bleuâtre
ancienne: cyanobactérie
Oocyste mûr est formé de deux sporocystes
contenant chacun deux sporozoites.
Cyclospora cayetanensis
Coloration de ziehl
Examen direct

50. Oocyste : de forme elliptique, mesure plus de
20 µm de long, à l'émission. A maturité, il
contient 2 sporocystes ronds (les sporozoïtes
ne se distinguent qu'après plusieurs jours de
maturation à l'extérieur).
Isospora belli
Coloration Ziehl Neelsen 
Oocystes à 4
sporozoïtes

51. Cryptosporidium
Cyclospora
Isospora
4 - 6
8 - 10
>20
Taille
Ovale rond
Sphérique
Ovale allongée
Forme
Absents
2
2
Sporocystes
4
4
8
Sporozoites
périphérique
Irrégulière
totale
Acido-résistance
Rouge violet
Rouge foncé
variable
Ziehl-Neelsen
Coccidioses monoxènes
Identification différentielle des oocystes

53. Enterocytozoon bieneusi
(Microsporidie)
Spores
Coloration frottis fécaux par technique du
Chromotrope 2R (Trichrome de Weber)

54. Enterocytozoon bieneusi
Les microsporidies sont caractérisées par la production d’une spore de
résistance, de 1 à 4 µm, comprenant un seul organite cytoplasmique, un
filament polaire enroulé dans la spore.
Découverts comme
parasites humains dans le
début des années 1990

57. Fasciola hepatica adulte

58. Œuf de Fasciola hepatica
Œuf : ovoïde, allongé 140 μm/70um
- Opercule à un pôle
- Coque lisse, mince
- Contient de nombreuses cellules,
non embryonné à la ponte

59. Schistosoma mansoni

61. Œuf de Schistosoma mansoni
Ovoïde, 140 µm x 60 µm
Éperon latéral de 15 µm situé
au tiers postérieur
Coque lisse, mince et
transparente
Embryon cilié (miracidium)

62. Schistosoma mansoni

63. Œuf de Schistosoma mansoni

64. Taenia
L’adulte de Taenia saginata, ténia du boeuf (grand cestode: ver solitaire) est constitué d’une
chaîne de 500 à 2000 anneaux, prenant naissance à partir d’un petit scolex (1mm) porteur de
4 ventouses.

65. Taenia saginata – anneaux sur des selles

66. Dans les anneaux murs, chez T. saginata (en haut), l’utérus présente de nombreuses
ramifications (15 à 30) dichotomiques. Chez T. solium (en bas)
Scolex

67. Œuf de T. saginata
Œuf de T. solium
Embryophore, arrondi, 40 μm, coque externe
mince ; facilement déchirée et souvent absente,
coque interne épaisse, brune et radiée.
Contient un embryon "hexacanthe" (à 6 crochets)

68. Hymenolepis nana (Ténia nain)
Œuf : embryophore
ovoïde, 45μm,
embryon hexacanthe,
coque externe mince,
coque interne
épaisse

69. Œuf :
70 x 45 µm, forme ovoïde trapue
(aspect d'oeuf de poule),
Opercule à un pôle
coque lisse mince jaune clair,
contient nombreuses cellules (non
Embryonnées à la ponte)
Diphyllobothrium latum

70. Ascaris
Expulsion d’Ascaris lumbricoides après traitement par l’invermectine

71. Œuf : ovoïde, double coque, l'externe est
brune et mamelonnée, l'interne est lisse et
jaunâtre, non Embryonné à la ponte.
Dimensions: 50-70 µm x 45-50 µm

72. Ces deux types d’oeufs de nématodes sont bruns, à paroi épaisse et non embryonnés.
Ceux de T. trichuira (A) ont deux bouchons muqueux aux extrémités. Ceux
d’A. lumbricoides (B) sont plus gros que ceux de T. trichiura, leur coque externe est
épaisse et mamelonnée.
A
B
Œufs d’Ascaris lumbricoides
Œufs de Trichuris trichura

73. Technique du ruban adhésif transparent (ou technique de Graham ou
"scotch test"): détection d’œufs d’oxyures
Un fragment de ruban adhésif transparent est appliqué sur les plis radiés de l'anus
préalablement déplissés. Le ruban est ensuite collé sur une lame pour être examiné au
microscope. Les oeufs sont incolores, asymétriques, ovalaires et mesurent 55 x 30 µm.
L’oeuf d’E. vermicularis est de taille moyenne, asymétrique avec une face convexe et une
face aplatie, à paroi claire, épaisse et lisse. Ces œufs présentés ici sont embryonnaires, on
retrouve la larve infectante.

74. Œuf : 65µm/40 μm
ovoïde, coque mince, lisse
transparente, incolore,
contient 4 à 8 blastomères
Larve : strongyloïde L3
Ankylostoma duodenale

75. Œuf : proche de ceux des ancylostomidés.
Oeuf ellipsoïde, 50-60 x 30-35 µm à bords
incurvés(concave), aux pôles très arrondis,
coque très mince, claire, transparente,
contient la larve L1 "trapue" lors de l'émission
des selles.
Strongyloides stercoralis (Anguillule)
Elimination fécale des
larves rhabditoïdes 