Artigo publicado nos anais do Congresso Brasileiro de Macaúba, em 2013.

1. FATORES ENVOLVIDOS COM A FORMAÇÃO DE CALOS EM OVÁRIOS IMATUROS 1 DE PLANTAS ADULTAS DE ACROCOMIA ACULETA (JACQ.) LODD. EX MART. 2
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ZANDERLUCE GOMES LUIS1; JONNY EVERSON SCHERWINSKI PEREIRA2 4
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INTRODUÇÃO 6
Acrocomia aculeata é uma palmeira conhecida popularmente como macaúba e encontra-se 7 amplamente distribuída pelo território brasileiro. Essa espécie apresenta significativo potencial 8 agroindustrial para a produção de biodiesel em função da sua tolerância à seca, alta produtividade e 9 da qualidade dos óleos, que podem ser extraídos do mesocarpo e sementes (ROSCOE, 2007). 10
Contudo, a exploração comercial dessa espécie depende do desenvolvimento de tecnologias 11 que incluam a seleção e a propagação de plantas elite. No entanto, não é possível propagar a 12 referida palmeira por meio de técnicas de propagação vegetativa convencional, uma vez que essa 13 espécie não produz afilhos (MOURA et al., 2009). Assim, o cultivo in vitro torna-se uma alternativa 14 para a propagação dessa espécie, com a possibilidade de obtenção de clones de genótipos 15 selecionados e em menor tempo, se comparado com a propagação por sementes, que requer um 16 período relativamente longo até que novas plantas sejam regeneradas (PERERA et al., 2007). 17
Dessa forma, este trabalho teve como objetivo determinar fatores envolvidos na aquisição 18 da competência para formação de calos a partir de ovários imaturos de plantas adultas de macaúba. 19
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MATERIAL E MÉTODOS 21
Para a obtenção dos ovários imaturos, inflorescências foram coletadas de plantas adultas no 22 campo em estágio anterior à antese. Uma vez coletadas, as inflorescências foram desinfestadas 23 externamente por imersão em álcool (70%, v/v) por 3 minutos e hipoclorito de sódio (2,5% de cloro 24 ativo, v/v) por 40 minutos, seguido por enxágue em água destilada e autoclavada por 5 minutos. 25 Após a desinfestação, os ovários foram isoladas e utilizados como explantes na indução de calos. 26 Todos os procedimentos foram realizados em câmara de fluxo laminar. 27
Para a indução de calos, os ovários foram inoculados em meio de cultura Y3 (EEUWENS, 28 1976). A fonte de vitaminas foi mantida de acordo com a concentração original de MS 29 (MURASHIGE; SKOOG, 1962). As auxinas dicamba, picloram e 2,4-D foram acrescentadas em 30 cinco concentrações: 0, 225, 450, 675 e 900 μM. Todos os meios foram suplementados com 30 g.L-31 1 de sacarose, 2,5 g.L-1 de carvão ativado e gelificado com 2,5 g.L-1 de Phytagel. 32 ‘1Bolsista de Pós-Doutorado, Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia, Brasília, DF. Email: ‘
2Pesquisador, Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia. E-mail: jonny.pereira@embrapa.br

2. Os experimentos foram montados em delineamento inteiramente casualizado. Os dados 33 obtidos foram avaliados em esquema fatorial 3 x 4 (auxinas x concentrações) totalizando 12 34 tratamentos cada. Cada tratamento foi composto por 10 repetições que continham 5 explantes cada. 35 Os dados foram submetidos à análise de variância (ANOVA), e as médias comparadas pelo teste 36 Scott-Knott a 5% de probabilidade com o auxílio do programa de análises estatísticas Sisvar 37 (FERREIRA, 2011). Dados expressos em percentagem foram previamente transformados segundo 38 arco-seno (x/100)0,5. 39
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RESULTADOS E DISCUSSÃO 41
Nos primeiros 30 dias verificou-se que os tratamentos apresentaram intensa oxidação dos 42 tecidos, sendo que alguns necrosaram rapidamente mesmo com a adição de carvão ativado no meio 43 de cultura (Tabela 1). No entanto, a apesar da forte oxidação, verificou-se que foi na concentração 44 intermediária de picloram (450 μM) o único tratamento a progredir e diferenciar calos primários 45 (21%) (Tabela 1). Na formação de calos em inflorescências de Euterpe edulis o picloram também 46 foi a auxina mais eficiente em comparação com dicamba e 2,4-D (STEINMACHER et al., 2007). 47
Quando se utilizou as auxinas 2,4-D e dicamba, mesmo com carvão ativado no meio, não 48 houve formação de calos. O controle da oxidação nos cultivos pelo uso do carvão ativado tem sido 49 relatado para algumas palmeiras como E. guineensis (SILVA et al., 2012) e Euterpe edulis 50 (SALDANHA et al., 2006). Contudo, neste trabalho, o carvão ativado não se mostrou tão eficiente 51 no controle da oxidação, sugerindo que novos experimentos sejam realizados para melhor 52 compreender e controlar esse fenômeno que parece ser determinante para a formação de calos 53 primários, uma das primeiras e mais importantes etapas do processo de embriogênese somática 54 dessa palmeira. 55
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Tabela 1. Efeito de diferentes concentrações de 2,4-D, Dicamba e Picloram na formação de calos 57 em ovário de inflorescências imaturas de Acrocomia aculeata. 58
Concentrações
Oxidação (%)
Calos (%)
2,4-D
Dicamba
Picloram
2,4-D
Dicamba
Picloram
0
50 aA
60 aA
80 aA
0 aA
0 aA
0 bA
225
100 aA
100 aA
100 aA
0 aA
0 aA
0 bA
450
100 aA
100 aA
100 aA
0 aB
0 aB
21 aA
675
100 aA
100 aA
100 aA
0 aA
0 aA
0 bA
900
100 aA
100 aA
100 aA
0 aA
0 aA
0 bA
Média
90 a
92 a
96 a
0 b
0 b
4,2 a
Médias seguidas por letras iguais, minúsculas na vertical e maiúsculas na horizontal pertencem ao 59 mesmo grupo de médias segundo teste Scott-Knott a 5% de probabilidade. 60
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3. Diversos fatores como os explantes seccionados, o ambiente in vitro, assim como os 62 reguladores de crescimento adicionados ao meio de cultura podem gerar estresses significativos nas 63 células. O estresse oxidativo pode aumentar os níveis de auxina endógena, induzir a adaptação e 64 promover a desdiferenciação celular (PASTERNAK et al., 2002). Conquanto, se o nível de estresse 65 fisiológico for superior ao tolerado pela célula (LICHTENTHALER, 1998), ocorre intensa oxidação 66 dos explantes que diminuem a competência dos tecidos em consequência da perda da 67 totipotencialidade das células (BENSON, 2000), seguindo para apoptose celular. 68
O desenvolvimento de calos a partir de ovários foi considerado lento, com o início da 69 formação observada após sete meses em meio de cultivo em explantes oxidados (Figura 1A). Os 70 calos formados apresentaram aspecto nodular e coloração amarelo-clara, desde o início do 71 desenvolvimento (Figura 1B, C). Após o isolamento dos calos observou-se a multiplicação dos 72 mesmos formando agregados (Figura 1D). 73
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Figura 1: Aspecto dos calos obtidos a partir de ovários imaturos de macaúba (Acrocomia aculeata). 76 A: Explante apresentando oxidação e início de formação de calo (seta). B: Início de formação de 77 calo nodular (seta). C: Calo nodular em fase mais avançada de desenvolvimento. D: Aglomerado 78 formado por calo nodular após ser isolado do explante de origem. Abreviações: (cm) células 79 meristemáticas; (cn) calo nodular. Barras: A, B, C = 0,8 cm. D= 1,0 cm. 80
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CONCLUSÕES 82
A fonte e a concentração de auxina são fatores determinantes na aquisição da competência 83 para a formação de calos a partir de ovários imaturos de plantas adultas de macaúba. A resposta 84 morfogênica é estimulada em condições intermediárias (450 μM) da auxina picloram. 85
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REFERÊNCIAS 87

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EEUWENS, C.J. Mineral requirements for growth and callus initiation of tissues explants excised 91 from mature coconut (Cocos nucifera L.) and date palm (Phoenix dactylifera) palms cultured in 92 vitro. Physiologia Plantarum, v. 36, n. 1, p. 23-28, 1976. 93
FERREIRA, D.F. Sisvar: um sistema computacional de análise estatística. Ciência Agrotécnica, v. 94 35, n. 6, p. 1039-1042, 2011. 95
LICHTENTHALER, H.K. The stress concept in plants: an introduction. Annals of the New York 96 Academy of Sciences, v. 851, p. 187-198, 1998. 97
MOURA, E.F., MOTOIKE, S.Y., VENTRELLA, M.C., SÁ-JÚNIOR, A.Q., FERREIRA, M.C., 98 CARVALHO M. Somatic embryogenesis in macaw palm (Acrocomia aculeata) from zygotic 99 embryos. Scientia Horticulturae, v. 119, p. 447-454, 2009. 100
MURASHIGE T., SKOOG F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco 101 tissue cultures. Physiologia Plantarum v.15, p. 473-497, 1962. 102
PASTERNAK, T., PRINSEN, E., AYAYDIN, F., MISKOLCZI, P., POTTERS, G., ASARD, H., 103 VAN ONCKELEN, H., DUDITS, D., FEHER, A. The role of auxin, pH and stress in the activation 104 of embryogenic cell division in leaf protoplast-derived cells of alfalfa (Medicago sativa L.). Plant 105 Physiology v. 129, p. 1807-1819, 2002. 106
PERERA, P.I.P., VIDHANAARACHCHI, V.R.M., GUNATHILAKE, T.R., YAKANDAWALA, 107 D.M.D., HOCHER, V., VERDEIL, J.L., WEERAKOON, L.K. Effect of plant growth regulators on 108 ovary culture of coconut (Cocos nucifera L.). Plant Cell, Tissue and Organ Culture, v. 99, p. 73-81, 109 2009. 110
ROSCOE, R., RICHETTI, A., MARANHO, E. Análise de viabilidade técnica de oleaginosas para 111 produção de biodiesel em Mato Grosso do Sul. Revista Política Agrícola, v. 1, p. 48-59, 2007. 112
SALDANHA, C.W., MARTINS-CORDER, M.P., STEINMACHER, D.A., GUERRA, M.P. In 113 vitro morphogenesis in zygotic embryos and leaf sheaths of Euterpe edulis Martius (Arecaceae). 114 Crop Breeding and Applied Biotechnology, v. 6, p. 228-235, 2006. 115
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STEINMACHER, D.A., CLEMENT, C.R., GUERRA, M.P. Somatic embryogenesis from 119 immature peach palm inflorescence explants: towards development of an efficient protocol. Plant 120 Cell Tissue Organ Culture, v. 89, p. 15-22, 2007. 121