Este estudio investigó los cambios en la mielinización y la inflamación durante la degeneración secundaria después de una lesión parcial del nervio óptico en ratas. Los resultados mostraron un aumento de la inflamación y las anomalías en la mielina, como capas finas o gruesas de mielina, en los axones vulnerables a medida que progresaba la degeneración. Los investigadores concluyeron que la inflamación axonal y las mayores anomalías en la mielina contribuyen a la disfunción crónica del nervio óptico

1. Chronic Swelling and Abnormal
Myelination
during Secondary Degeneration
after Partial Injury
to a Central Nervous System Tract
Sophie C. Payne,1,2 Carole A. Bartlett,1,2 Alan R.
Harvey,1,3 Sarah A. Dunlop,1,2 and Melinda Fitzgerald1,2
JOURNAL OF NEUROTRAUMA 28:1077–1088 (June 2011)
Factor de impacto de la revista en su área: 1,6

2. Índice
1)
2)
3)
4)
5)
6)
Antecedentes
Hipótesis
Metodología
Resultados
Conclusiones
Crítica

3. Índice
1) Antecedentes
2)
3)
4)
5)
6)
Hipótesis
Metodología
Resultados
Conclusiones
Crítica

4. Lesión parcial del
SNC
Transepción parcial del nervio
óptico
Lesión primaria
Degeneración
secundaria
Seccionar la cara dorsal
del nervio óptico (lesión
primaria), y estudiar los
axones separados de la
lesión primaria.

5. Pérdida de la homeostasis iónica
Flujo tóxico de calcio intracelular
Degeneración
secundaria
Neurotoxicidad
del glutamato
Disfunción mitocondrial
Agotamiento de la energía
Estrés oxidativo de la energía
Formación de radicales

6. Índice
1) Antecedentes
2) Hipótesis
3)
4)
5)
6)
Metodología
Resultados
Conclusiones
Crítica

7. 2) Hipótesis
La degeneración secundaria aumenta, no solo la
desmielinización, sino también aumenta la
mielinización anormal.

8. Índice
1) Antecedentes
2) Hipótesis
3) Metodología
4)
5)
6)
Resultados
Conclusiones
Crítica

9. 3) Metodología
Procedimientos animales y quirúrgicos:
Transección parcial del nervio óptico:
•Se tomaron ratas de 150-200 g.
•Se anestesian con 50 mg/kg de clorhidrato de ketamina y 10
mg/kg de clorhidrato de xilazina.
•Exposición del nervio óptico derecho para hacer una incisión
dorsal reproducible, a 200 micras de profundidad, y a 1 mm por
detrás del ojo.
Perfusión
Control
A 1 mes
A 3 meses
Microscopia
electroonica
Inmunohistoquimica
3
3
3
3
3
3
5-6
5-6
5-6

10. 3) Metodología
Microscopía electronica de transmisión
Preparación del tejido
1)Perfusión del tejido.
2)Fijación con 1% de osmio durante 90 minutos en agitación.
3)Deshidratada con series de etanol y óxido de propileno.
4)Curación con resina epoxi 24 h.
5)Secciones transversales de 1 µ m a intervalos de 50 µ m.
6)Desplastificación con solución saturada de NaOH en etanol.
7)Tinción durante 15-30 seg a 95 ° C en solución acuosa al 1%
de azul de toluidina en un 1% de bórax .
8)Identificación y evaluación de la sección con amplificación
de 20 x.
9)Cuantificación con Image J.
10)Análisis de varianza (ANOVA) y test de Bonferroni-Dunn
con un nivel de significación de p ± 0,05.
11)Los cortes ultrafinos (100 nm) fueron teñidas con acetato
de uranilo y citrato de plomo y montado en redes de cobre.
Análisis de axones y mielina
1)Se analizaron axones dentro de 5 campos de visión en el
N.O. central y 5 campos de visión en el N.O. ventral.
2)Toma de imágenes con una magnificación de 5800x.
3)Calculo de los espesores de la vaina de mielina, mediante
la relación g con la ayuda Image J.
4)Calcula del cociente g.
5)Los datos se expresaron como el error estándar de la
media. Las diferencias entre el grupos se determinó
mediante un ANOVA y con test de Bonferroni-Dunn con un
nivel de significación de p ± 0,05.
6)Los ANOVAS se constrastaron con la prueba F, usando
Statview.

11. 3) Metodología
La inmunohistoquímica y la tinción con Fluoromyelin
1) Fijación en paraformaldehído al 4% durante la noche. Crioprotección por
inmersión en sacarosa al 15% en PBS.
2) Inmunohistoquímica: Se secaron al aire las secciones, se rehidrataron en
PBS durante 5 min y con PBS con 0,2% de Triton-X100 durante 10 min.
Incubar durante la noche a 4 ° C con el anticuerpo primario. Visualizó con un
anticuerpo secundario de anti-conejo Alexa Fluor 488.
3) Tinción con verde de Fluoromyelin de las muestras: rehidratandolas con
PBS, e incubandose en PBS + 0,2% de Triton-X100 durante 20 minutos. A
continuación, en fluoromyelin (1:300 en PBS + 0,2% de Triton-X100) durante
20 minutos y se enjuagó 3 veces, durante 10 min cada vez, en PBS.
•Las muestras se vieron usando microscopía de fluorescencia.
•Se hicieron controles, sólo con el anticuerpo secundario. Se obtubo una
fluorescencia mínima.
•Cuantificación con ImageJ. Datos se expresaron mediante medias, ANOVA y
test Bonferroni-Dunn, con un nivel de significación del p ± 0,005

12. 3) Metodología
La cuantificación de los axones mielinizados, amielínicas, y
anormalmente mielinizadasLas imágenes TEM se utilizaron para cuantificar y clasificar los
axones y los grados de mielinización anormal.
Tipo de
axones
Grados de mielinización anormal
Compactación
Imagen
Clase 1
Ligeramente mielinizados
Compacto
Baja electrodensidad
(apariencia gris)
Clase 2
Mielinizados: vaina formada por
multipes capas finas de mielina
Descompactados
Moderada electrodensidad
Clase 3
Mielinizados: Una proporción del
axón está envuelto en una capa
espesa de mielina.
Parcialmente
descompactados
Alta electrodensidad
Clase 4
Excesivamente-mielinizadas
Capa muy gruesa y
compacta
Alta electrodensidad
(apariencia oscura)

13. Índice
1)
2)
3)
Antecedentes
Hipótesis
Metodologia
4) Resultados
5) Conclusiones
6) Critica

14. 4) Resultados
Área de sección transversal del nervio óptico después de la
transección parcial

15. 4) Resultados
Diámetro del axón, espesor de la mielina, y la relación g de
axones vulnerables a la degeneración secundaria

16. 4) Resultados
Disminución de la mielina en el nervio óptico vulnerable a la
degeneración secundaria

17. 4) Resultados
Densidad de axones normalmente mielinizadas y el aumento de
los axones anormalmente mielinizadas vulnerables a la
degeneración secundaria
Clase 3
Clase 4
Clase 1
Clase 2

18. 4) Resultados
Densidad de axones normalmente mielinizadas y el aumento de
los axones anormalmente mielinizadas vulnerables a la
degeneración secundaria
Población Densidad de Axones
Axones mielinizados anormalmente
población
total
mielinizados
normalmente
Clase 1
Clase 2
Clase 3
Clase 4
Axones
desmilinizados
Total
Control
673.612 ±
49.618
96,7%
1,6%
0,2%
0,5%
0,1%
0,9%
3,3%
1 mes
447.912 ±
64.192
90%
3,9%
0,4%
0,7%
1,0%
3,6%
10%
3 meses
423.112 ±
45.234
85%
1,9%
1,9%
8,5%
0,3%
2,3%
15%
axons/mm2 (p
± 0,05)

19. Índice
1)
2)
3)
4)
Antecedentes
Hipótesis
Metodologia
Resultados
5) Conclusiones
6) Critica

20. 5) Conclusiones
• La transección parcial del nervio óptico da lugar a la
inflamación de la lesión primaria dorsal.
• En la zona vulnerable a la degeneración secundaria se reduce la
mielina debido a la pérdida de axones, y aumentan las
anomalías en la vaina y su compactación. Esto contribulle a la
perdida crónica de función.
• El aumento del diámetro de axón obserbado a los 3 meses
indica inflamación.
• De todos los axones sobreviven mejor los que tienen calibres
grandes.

21. 5) Conclusiones
• La falta de una disminución significativa de la MBP a los 3 meses (en
contraste con la tinción Fluoromyelin), puede ser debido a alteraciones en
la inmunorreactividad con la descompactación.
• Un hallazgo importante es la demostración del aumento de anomalías en la
mielina a medida que progresa la degeneración secundaria, con un
aumento crónico en la mielina parcialmente descompactada.

22. 5) Conclusiones
•Se ha demostrado que la
inflamación del axón, junto
con mayores anomalías en
la mielina contribuyen a la
disfunción crónica del
nervio óptico dañado.

23. Índice
1)
2)
3)
4)
5)
Antecedentes
Hipótesis
Metodología
Resultados
Conclusiones
6) Crítica

24. 6) Crítica
• Le confiere demasiada importancia en la pérdida de
función, en la degeneración secundaria, a las
anomalias de la mielina y muy poco a la muerte de las
neuronas.

25. ¡¡¡Muchas gracias por su
atención!!!