Guia bioanálisis nueva 2010

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Guía para Asistentes de Laboratorio Clínico 2010 Lic. Sofía Ríos

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PERFIL DEL ASISTENTE DE LABORATORIO CLÍNICO

DESCRIPCIÓN GENÉRICA DE FUNCIONES
OBJETIVO GENERAL

Asistir en la realización de exámenes de laboratorio, preparando y tomando muestras
biológicas, a fin de emitir un resultado que contribuya al diagnóstico médico de los pacientes.

FUNCIONES, ACTIVIDADES Y/O TAREAS

• Prepara los medios de cultivo para los exámenes y pruebas de laboratorios.
• Recibe, clasifica y codifica las muestras biológicas y material para recolección de
muestras.

• Selecciona y prepara el material para lo diversos exámenes.

• Extrae muestras de sangre capilar y vanosa.

• Prepara y registra muestras biológicas, medio de cultivo y lámina para exámenes en
fresco.

• Registra y lleva el control de los materiales de laboratorio.

• Prepara los reactivos químicos, soluciones y colorantes de acuerdo a las especificaciones
del profesional especializado.

• Copia, transcribe y entrega los resultados de los exámenes de laboratorio.

• Lava y esteriliza el material e instrumental de trabajo.

• Lleva el registro y control de pacientes atendidos.

• Ayuda a preparar las muestras para el análisis, separando sueros, plasmas, orinas.

• Realiza las coloraciones sencillas.

• Participa en la realización de ciertos exámenes de rutina de los laboratorios.

• Empaca y rotula productos de laboratorio.

• Cumple con las normas y procedimientos en materia de seguridad integral, establecidos
por la Institución.

• Mantiene en orden equipo y sitio de trabajo, reportando cualquier anomalía.


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• Elabora informes periódicos de las actividades realizadas.

• Realiza cualquier otra tarea afín que le sea asignada.

1.- ÁMBITO DE LA ACTUACIÓN:
RESPONSABILIDAD

Maneja constantemente equipos y materiales medianamente complejos, siendo su
responsabilidad directa.
Es responsable indirecto de la custodia de materiales.

INFORMACIÓN CONFIDENCIAL:
Maneja en forma indirecta un grado de confidencialidad bajo. Pero siempre respetando el
secreto profesional.

TOMA DE DECISIONES:
Las decisiones que se toman se basan en procedimientos y experiencias anteriores para la
ejecución normal del trabajo, a nivel operativo.

SUPERVISIÓN:
El cargo recibe supervisión específica de manera directa y constante, y no ejerce supervisión.

RELACIONES INTERNAS Y EXTERNAS:

El cargo mantiene relaciones continuas con unidades académicas y de investigación, a fin de
apoyar y/o ejecutar lo relativo al área. Actualizaciones.

2.- CONDICIONES AMBIENTALES Y RIESGO DE TRABAJO:
AMBIENTE DE TRABAJO:

El cargo se ubica en un sitio cerrado, generalmente agradable y mantiene contacto con agentes
contaminantes tales como: agentes biológicos, físicos y químicos.

RIESGO: El cargo está sometido a accidente y/o enfermedad, con una magnitud de riesgo
moderado, con posibilidad de ocurrencia media.

ESFUERZO: El cargo exige un esfuerzo físico de estar sentado/parado constantemente y
caminando periódicamente; y requiere de un grado de precisión manual y visual alto.

3.- PERFIL DEL CARGO:
EDUCACIÓN Y EXPERIENCIA:
A) EDUCACIÓN:
Técnico Superior Universitario en Laboratorio Clínico, Asistente de Laboratorio Clínico.

EXPERIENCIA:


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Pasantías hospitalarias no menor de 90 días.
Un (1) año de experiencia progresiva, de carácter operativo en el área de laboratorio.

B) EDUCACIÓN:
Bachiller. Técnico Superior Universitario en Laboratorio Clínico, Asistente de Laboratorio
Clínico.

CONOCIMIENTOS, HABILIDADES Y DESTREZAS:

CONOCIMIENTOS EN:

Extracción de sangre.
Técnicas de laboratorio.
Normas de bioseguridad en laboratorio.
Nomenclatura de laboratorio.

HABILIDAD PARA:

Tratar en forma cortés al público en general.
Organizar material.
Seguir instrucciones.

DESTREZAS EN:

El uso y manejo de equipos e instrumentos de laboratorio y en venopunción.

ADIESTRAMIENTO REQUERIDO:

Laboratorio inmunológico, hematológico, serológico, bacteriológico.
Auxiliar de laboratorio.

DEFINICIONES IMPORTANTES

Calidad de una muestra biológica: representatividad para informar del estado de la
persona de la que se obtuvo.
Error aleatorio: resultado de una medición, menos la media de los resultados de un
número elevado de mediciones repetidas del mesurando, realizadas en condiciones de
repetibilidad.
Error de laboratorio: fallo al completar una acción planificada como se deseaba o


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utilización de un plan incorrecto para alcanzar un objetivo; defecto producido en
cualquier parte del ciclo del laboratorio, desde que se solicitan las magnitudes hasta que se
informan los resultados y se interpretan.
Error sistemático: media aritmética del resultado de un número elevado de mediciones
repetidas del mismo mesurando menos su valor verdadero.
Espécimen (primary sample): una o más partes tomadas inicialmente de un sistema. En
nuestro caso directamente del paciente.
Etapa preanalítica extralaboratorio: comprende desde que el médico solicita la
prueba hasta que el espécimen/muestra llega al laboratorio.
Etapa preanalítica intralaboratorio: comprende desde que el espécimen/muestra
llega al laboratorio hasta que se produce el análisis del mismo.
Exactitud: concordancia entre el resultado de una medición y el valor verdadero del
mesurando.
Fase analítica: conjunto de operaciones relacionadas directamente con las mediciones.
Fase preanalítica: conjunto de operaciones que se realizan desde que se recibe la
petición analítica hasta que se inicia la fase analítica.
Garantía de calidad: conjunto de actividades planificadas y necesarias para generar
confianza de que un producto o servicio cumplirá determinados requisitos de calidad.
En el laboratorio clínico es normal considerar el control de calidad interno y la
evaluación externa de calidad como partes complementarias (pero no completas) de la
garantía de calidad.
Imprecisión: dispersión de los resultados independientes de mediciones obtenidas por un
procedimiento de medida bajo condiciones especificadas. La imprecisión se expresa como la
desviación típica de la reproducibilidad en los resultados de medida. La imprecisión, depende
de la dispersión de los errores aleatorios de las mediciones.
Interferencia: desviación clínicamente significativa en la medida de la concentración
de un analito, debida al efecto de otro componente o propiedad de la muestra.
Muestra: parte de un espécimen que utilizamos para obtener información de ese
paciente. El espécimen es manipulado con el fin específico de aumentar la estabilidad
de sus constituyentes o facilitar su manejo.
Protocolo analítico: conjunto de magnitudes biológicas de demostrada efectividad para el
diagnóstico, seguimiento y terapéutica de episodios o procesos clínicos bien definidos.
Trasferibilidad: propiedad de los resultados obtenidos al medir con dos o más
procedimientos las mismas magnitudes en los mismos especímenes que permite
utilizarlos indistintamente para una finalidad concreta.
Variabilidad biológica interindividual: fenómeno por el que el valor de las
magnitudes biológicas de los individuos pueden ser diferentes entre sí.
Variabilidad biológica intraindividual: fluctuación que sufren los valores de un
determinado analito en un mismo individuo. Es el responsable de que los valores de las
magnitudes biológicas de un individuo puedan cambiar de un momento a otro.
Variabilidad metrológica: fenómeno por el cual los resultados de las mediciones
repetidas de una magnitud particular pueden variar a causa del procedimiento de medida
empleado, ya sea de forma aleatoria o sistemática.


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FASE PREANALÍTICA

COMPRENDE:

-Solicitud del análisis por el médico tratante.
-Preparación del paciente
-Obtención e identificación de la muestra.
-Manipulación, transporte y conservación.
-Recepción, preparación y distribución.
-Rechazo de muestras no válidas.
-Derivación a laboratorios externos.

En la fase preanalítica el porcentaje de error es elevado si no se lleva un riguroso control
y metodología aplicada.
Corregible con un buen programa de garantía de calidad y procedimientos
estandarizados.
Las muestras deben ser de buena calidad, representativas del estado salud/enfermedad
del paciente.
El paciente debe acudir en ayunas, salvo que no sea necesario para las determinaciones que se
le hayan solicitado.

Si en la solicitud se incluyen pruebas especiales, su médico se lo habrá indicado, así
como el sistema de recogida de las muestras será según los protocolos y normas de actuación
establecidos.

VARIABLES QUE PUEDEN AFECTAR O ALTERAR LA MUESTRA

� Ansiedad, tensión.
� Ejercicio
� Dieta
� Ayuno prolongado
� Ingestión de etanol
� Tabaco
� Cafeína, bebidas de cola
� Actividad rítmica (CICLOS CIRCADIANOS)
� Sexo


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� Maniobras médicas
� Medicamentos

ERRORES EN LA FASE PREANALÍTICA INTRALABORATORIO

- Extracción incorrecta de la muestra: estasis venoso, toma de una vía, higiene defectuosa.
- Recogida en recipiente inadecuado, conservante incorrecto, contaminación por arrastre en el
llenado de los tubos.
- Transporte y almacenamiento sin las condiciones adecuadas o de duración prolongada, que
puede alterar las condiciones físico-químicas de las muestras o deteriorarlas.
- Centrifugación insuficiente o excesiva, y tiempos de centrifugación incorrectos.
- Demora en la medida de la magnitud o inadecuada preparación del espécimen.

PROTOCOLO RECEPCIÓN Y TOMA DE MUESTRAS.

SOLICITUDES PARA TOMA DE MUESTRAS.

El médico utiliza el laboratorio como medio de ayuda para el diagnostico y tratamiento de el
paciente.
La petición del análisis pone en movimiento una gran cantidad de maniobras, para la obtención
de un resultado. Estos son utilizados para establecer juicios clínicos.
Por qué y para qué se solicita un análisis:
1. Confirmar una impresión clínica
2. Descartar un diagnostico.
3. Controlar un tratamiento.
4. Establecer un diagnostico.
5. Realizar exploración selectiva o detección de una enfermedad.
La recogida, manipulación y procesamiento de la muestra antes de realizar el análisis son
fundamentales.
El médico genera el pedido.
De este surgen el tipo, conservación y manipulación de las muestras a tomar, las cuales pueden
ser:

Subcutánea
SANGRE Venosa
Arterial

Orina Espontánea (parcial)
De 2, 12 o 24 horas


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MUESTRAS En horario determinado
Seriado
De 2 horas
DE 24 HORAS

Heces Escobillado anal (cultivos)
Sangre oculta
Coproparasitológico

Esperma

Líquidos biológicos (tomados por el médico y enviados al Laboratorio)

Toda muestra debe ir acompañada de una solicitud debidamente formulada y debe tener la
siguiente información:

 Nombres y apellidos completos del paciente
 Sexo
 Edad
 Identificación: número de cédula, pasaporte, etc.
 Sticker o número.
 Fecha de la orden.
 Datos para su localización, (dirección o teléfono)
 Origen de procedencia, (número de cama, piso, área, sala, servicio, institución.)
 Médico prescriptor debidamente informado acerca de los servicios del laboratorio.
 Correcta prescripción.
 Exámenes ordenados con letra clara.
 Información clínica, (Impresión Diagnóstica, tratamiento, etc)
 Firma, clave, cédula y nombre completo del médico tratante y especialidad.
 Iniciales del flebotomista.
 Hora y fecha de extracción.
 Condiciones en que fue tomado, por ejemplo si los exámenes son para determinar
gases venosos o arteriales, especificar si fueron tomados con O2, (señalar litros por
minuto) o con aire ambiental.( % FIO2, temperatura corporal y valor de hemoglobina y
hematocrito).
 En caso de tomar hemocultivos, consignar en la orden, si se está administrando
antibióticos, dosis, vía, la última dosis administrada y la temperatura axilar del paciente.
 Al solicitarse niveles plasmáticos de drogas registrar dosis y hora de la última
administrada.

RECEPCIÓN DE MUESTRAS Y/O PACIENTES:


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Es uno de los pasos más críticos de la FASE PRE-ANALÍTICA, donde se reciben a los
pacientes y muestras clínicas que cuidadosamente deben ser identificadas, tomando todos los
datos necesarios del paciente, tales como: edad, sexo, condición fisiológica; si tienen la
preparación previa necesaria para la(s) prueba(s) que se va a realizar y cualquier detalle que sea
importante que nos pueda ser de utilidad.
Es el punto donde el paciente obtiene la primera impresión del Servicio de Laboratorio,
por tal razón, debe cuidarse el ambiente, que sea cómodo, higiénico, trato amable y cordial y
sobre todo informar bien al paciente de los procedimientos a realizársele y la importancia de
venir preparado respetando las condiciones y preparación previa a sus análisis.
Es recomendable tener formatos impresos de condiciones y preparación previa para las
pruebas, porque de palabra se pueden olvidar algunas instrucciones, y en ese caso se tendría
que posponer la cita o rechazar la muestra por no ser adecuada.

TOMA DE MUESTRA.

La toma de los especímenes sanguíneos se realizara entre las 7,00 a 9,00 de la mañana,
con lo cual se respetan los ciclos circadianos o ritmos biológicos de casi todos los especímenes.
(las catecolaminas, cortisol, hormona de crecimiento tienen ciclos circadianos). En esos casos,
es necesario tomarlos en 2 o más horas específicas del día para obtener los puntos críticos de
los valores.

 Según solicitud medica, preparar material para la extracción sanguínea:

1. Tubos según examen solicitado

Tapa lila: Cuadro Hemático
VSG
Hemoglobina
Hematocrito
Recuento y diferenciacón leucocitaria
Recuento Plaquetario
Reticulocitos
Hemoglibina glicosilada

Tapa roja: Química sanguínea
Inmunologia-Serología
Hormonas


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Coagulación
Tapa azul: PT
PTT
INR
Fibrinógeno

MATERIALES:

Jeringas Recipiente para desechar
agujas

Algodón

Torniquete

Alcohol

Marcador permanente

SCALPS Tubos


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La sangre venosa es el espécimen utilizado de forma habitual en los estudios analíticos
ya que su obtención es rápida y relativamente fácil. Según el tipo de estudio que se vaya a
realizar se puede obtener:
- Sangre total: la sangre obtenida por venopunción se recoge en un tubo con
Anticoagulante (EDTA) en una proporción determinada. Generalmente es la muestra
usada para estudios hematológicos cualitativos, cuantitativos, grupo sanguíneo,
etc.
- Plasma:
Se utiliza un tubo que contiene un anticoagulante, el cual puede ser centrifugado
inmediatamente. Los anticoagulantes usados son Citrato; EDTA; heparina sódica y heparina de
litio. Los dos primeros previenen la coagulación por extracción del Calcio de la sangre mediante
precipitación o unión en forma no ionizada. No pueden usarse para las determinaciones de
Calcio, Magnesio y Fosfatasa alcalina.
La heparina actúa formando un complejo con la antitrombina III que inhibe la
coagulación.
Para las determinaciones de un coagulograma no puede usarse heparina ni EDTA.
El Citrato se usa en proporción de 3.8 a 3.32 el mismo se utiliza para las
determinaciones de eritrosedimentación, coagulación, plaquetas.
Se usa sangre con citrato en proporción de 1 + 4 para la eritrosedimentación . Si el volumen de
anticoagulante es mayor puede precipitar, y se usa en proporción 1 + 9 para el coagulograma.
La heparina no puede usarse, inhibe etapas de la activación de los factores.
EDTA se usa 1-2 mg/ml de sangre no afecta al tamaño celular o Hematocrito. No se debe usar
heparina para recuento de leucocitos, agrega células, y disminuye el número de plaquetas,
también debe usarse poca cantidad de heparina litio si se dosa ionograma(electrolitos).
En algunos pacientes se da una condición de TROMBOCITOPENIA INDUCIDA POR EDTA,
en estos casos se debe procesar inmediatamente la muestra.
- Suero: se obtiene dejando coagular la sangre en tubos sin anticoagulantes.
La sangre se deja reposar 10 minutos a Temperatura ambiente para que se forme
el coágulo y posteriormente se centrifuga obteniendo el suero en el sobrenadante. Es la
muestra utilizada en el laboratorio de bioquímica, serología e inmunología.

Los tubos deben ser transportados en el menor tiempo posible al laboratorio. Los tubos
deben mantenerse en posición vertical para promover la formación del coagulo y minimizar la
agitación del liquido, lo cual reduce la posibilidad de hemólisis. El tubo tapado elimina la


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posibilidad de contaminación exógena de la muestra, evaporación, posibilidad de derrame y la
producción de aerosoles al momento de la centrifugación. Las muestras para la determinación
de estado ácido-base deben transportarse en hielo a 4ºc.
El manejo suave evita la hemólisis y no se verán afectadas: LDH, AST, potasio, hierro,
ALT, fósforo, proteínas totales, albúmina, magnesio, calcio, fosfatasa ácida y disminución de la
T4.
Debe evitarse la exposición a la luz especialmente porque se afectarían las vitaminas A y
B6, beta-carotenos, porfirinas y bilirrubina.

Tubos con gel

Estos producen una buena separación del paquete globular y son útiles para la
conservación de las muestras, pero debe respetarse el tiempo previo de coagulación.
Estos dispositivos no se deben utilizar para las muestras que se utilizaran para estudiar
calcio ionizado, progesterona, HIV, hepatitis, LDH, metales o fármacos antidepresivos tricíclicos.

BIOSEGURIDAD

Se define Bioseguridad como el conjunto de normas o actitudes que tienen como
objetivo prevenir los accidentes en el área de trabajo, es decir, a disminuir el potencial riesgo
ocupacional. También se puede definir como el conjunto de medidas preventivas que deben
tomar el personal que trabaja en áreas de la salud para evitar el contagio de enfermedades de
riesgo profesional.

Los implementos que se deben utilizar de carácter obligatorio son:

Bata larga y con mangas largas

Tapa bocas

Lentes de protección

Gorro

Guantes


ALTURA ADECUADA PARA ENVASES NUNCA DESCARTAR AGUJAS EN
DE DESECHO DE AGUJAS LA PAPELERA

RIESGO OCUPACIONAL

Definimos Riesgo como la probabilidad que tiene un individuo de sufrir lesión,
enfermedad, complicación de la misma o muerte como consecuencia de la exposición a un
factor de riesgo.

Cuando hablamos de Riesgo Ocupacional nos referimos al riesgo al cual está
expuesto un trabajador dentro de las instalaciones donde labora y durante el desarrollo de
su trabajo.

Se consideran como trabajadores del Laboratorio Clínico todas las personas incluidas
los estudiantes y el personal de entrenamiento cuyas actividades incluyen el contacto con
pacientes, con sangre u otros líquidos biológicos o con desechos biológicos, dentro del
ambiente del laboratorio.

La frecuencia de exposición accidental de los trabajadores de la salud al Virus de la
Inmunodeficiencia Humana (VIH), al virus de la Hepatitis B y C (VHB y VHC) y a otras
enfermedades transmisibles por contacto con sangre u otros líquidos infectantes manejados
en el laboratorio, depende de su actividad u oficio básico, de su actitud frente a la
bioseguridad y de las condiciones especificas de su trabajo o factores de riesgo a los que
está sometido. El riesgo de transmisión de una enfermedad depende del tipo de exposición
al agente y del tamaño del inoculo.

De esta manera una tercera parte de los accidentes informados son producidos al
intentar reinsertar agujas en el capuchón protector, las otras dos terceras partes son
causadas por cortaduras, otro tipo de pinchazos o exposición mucocutánea.

FACTORES DE RIEGO

Se conocen como Factores de Riesgo todos los elementos, sustancias,
procedimientos y acciones humanas presentes en el ambiente laboral que de una u otra
forma ponen en riesgo al trabajador teniendo la capacidad de producirle lesión. Estos
factores de riesgo pueden encontrarse en la fuente, en el medio o en las personas mismas.
Tienen como característica fundamental que son fácilmente controlables.

Los diferentes factores a los que se está expuesto un trabajador del laboratorio se pueden
clasificar en factores físicos, químicos, ergonómicos, eléctricos y psicosociales.

NORMAS GENERALES DE BIOSEGURIDAD

PRECAUCIONES QUE DEBE ADOPTAR EL PERSONAL DE LABORATORIO

• No se permitirá comer, beber, fumar y/o almacenar comidas así como cualquier otro
ítem personal (maquillaje, cigarrillos, etc.) dentro del área de trabajo.

• Usar bata de manga larga dentro de laboratorio, la cual se pondrá al momento de
entrar y deberá ser quitada inmediatamente antes de abandonar el laboratorio.

• Asegurarse de no presentar cortes, raspones u otras lastimaduras en la piel y en caso
de que así sea cubrir la herida de manera conveniente.

• Usar guantes de látex de buena calidad para todo manejo de material biológico o
donde exista, aunque sea de manera potencial, el riesgo de exposición a sangre o
fluidos corporales. Cambiar los guantes toda vez que hayan sido contaminados,
lavarse las manos y ponerse guantes limpios.

• No tocar los ojos, nariz o piel ni artículos personales (carteras, celulares) con las
manos enguantadas.

• No abandonar el laboratorio o caminar fuera del lugar de trabajo con los guantes
puestos.

• Bajo ninguna circunstancia se pipeteará sustancia alguna con la boca, para ello se
utilizaran peras plásticas (propipetas) o pipeteadores automáticos.

• Lavar las manos con jabón y agua inmediatamente después de realizar el trabajo.
Descartar los guantes de látex en un recipiente con solución desinfectante.

• No detener manualmente la centrífuga, no destaparla antes de que cese de girar.

• No permitir la entrada de personas ajenas al laboratorio y/o que no tengan sus
implementos de bioseguridad adecuados.

• Emplear en todo momento las medidas de bioseguridad aquí expuestas.

DERRAMES Y ACCIDENTES

• Cuando se produzca derrame de material infectado o potencialmente infectado, el
operador deberá ponerse guantes y luego cubrir el fluido derramado con papel
absorbente, derramar alrededor de este solución descontaminante, y finalmente
verter solución descontaminante sobre el papel y dejar actuar por 10 minutos.

• Usando papel absorbente seco y limpio levantar el material y arrojarlo al recipiente
de desechos contaminados para su posterior eliminación. La superficie deberá ser
enjuagada con solución descontaminante.

• No se recomienda el uso de alcohol ya que evapora rápidamente y coagula los
residuos orgánicos superficiales sin penetrar en ellos.

• Durante todo el procedimiento de desinfección deberá usarse guantes y evitar el
contacto con el material derramado y desinfectado.

• Los pinchazos, heridas punzantes, lastimaduras y piel contaminada por salpicadura
de materiales infectados deberán ser lavados con abundante agua y jabón
desinfectante.

• Si un trabajador sufre exposición parenteral o de las membranas mucosas a sangre o
fluidos corporales, se deberá identificar el material y, si es posible determinar la
presencia de virus o anticuerpos. El trabajador deberá informar cualquier
enfermedad febril aguda que ocurra dentro de las doce semanas posteriores a la
exposición.

ELEMENTOS PROTECTORES Y SU USO ADECUADO

• Se usarán guantes de látex en todo procedimiento que implique el manejo de
material biológico o donde exista el riesgo de exposición a sangre o fluidos
corporales, así mismo deberán usarse en los procesos de descontaminación y
eliminación de residuos contaminados.

• Los guantes deberán ser descartados una vez hayan sido contaminados en los sitios
dispuestos para los residuos contaminados, y luego reemplazados por otros.

• No tocar los ojos, nariz o piel con las manos enguantadas.

• Usar mascarilla en los procedimientos en los que pueda haber riesgo de salpicadura
de material biológico en las mucosas bucal y nasal.

• El uso de la bata será obligatorio en todo momento dentro del laboratorio, la cual
deberá ser retirada antes de salir del laboratorio. Esta deberá ser de manga larga

para protegerse de cualquier reactivo o agente químico, o material biológico
manipulado en el laboratorio.

• Deberán usarse zapatos cerrados dentro del laboratorio para evitar el contacto de la
piel con material contaminado o cualquier producto químico peligroso, por
derramamiento o salpicadura.

• Deberaá usarse gorro de tela para evitar el contacto directo del cabello con material
contaminado o sustancias químicas peligrosas.

MANIPULACION Y EVACUACION DE DESECHOS CONTAMINADOS

• Todo el equipo reusable (puntas de micropipetas, cánulas, tubos, etc.) deberá ser
ubicado en un recipiente metálico o de plástico resistente a punciones y cortaduras,
que contenga liquido descontaminante y deberá estar localizado en el mismo lugar
de trabajo.

• Después es preciso desinfectar el material con sustancias químicas antes de limpiarlo
e introducirlo en el autoclave.

Todo elemento descartable (agujas, jeringas, etc.) deberá ser colocado en un
recipiente de material resistente a punciones y cortaduras. Estos recipientes deben
ser preferiblemente amplios de paredes rígidas y semirrígidas, con tapa asegurada
para su posterior descarte y contener en su interior una solución descontaminante, y
estar ubicados lo más cerca posible del lugar de uso de los instrumentos.

• Para la eliminación de todo material contaminado, el método de elección es la
incineración de los mismos, o el material puede ser autoclavado y luego destruido o
enterrado.
• Los residuos líquidos que se sospechen estén contaminados deben ser tratados con
desinfectantes antes de su eliminación o colectados en recipientes que sean
eliminados en forma segura.

SOLUCIONES DESINFECTANTES

Todos los materiales utilizados con las muestras de los pacientes o con los pacientes
deberán ser descontaminados, la solución desinfectante utilizada va a depender del tipo de
material de que se trate y al grado de contaminación.

• Para la descontaminación del material descartable (agujas, jeringas, etc.) se utilizara
hipoclorito de sodio al 10% (clorox, límpido). Se preparara la concentración de
hipoclorito indicada en el momento en que será utilizada.

• Las agujas se descartaran junto con la jeringa en el recipiente destinado para esto sin
colocar los protectores ni doblarse, junto con otros materiales punzo-cortantes. El
material se expondrá a la acción del hipoclorito durante 30 minutos.

• Descartar la solución de hipoclorito por el drenaje.

• Para la descontaminación del material reusable se utilizara Glutaraldehído al 2% por
ser menos corrosivo.

• Se utilizaran dos recipientes, uno con agua destilada donde se sumergirá el material
para retirar la mayor cantidad posible de las materias orgánicas que contengan. Y
otro recipiente con glutaraldehído al 2% donde se sumergirá el material durante 30
minutos.

• Después de este tratamiento se retirara el material para lavarlo y esterilizarlo.

• La solución de glutaraldehído tiene una duración promedio de 28 días, pero se debe
controlar su pH diariamente. El agua destilada se descartara cada vez que sea
utilizada. Ambas soluciones se descartarán en el drenaje.

• Las superficies de trabajo deberán limpiarse diariamente con solución desinfectante.
Esta solución puede ser hipoclorito de sodio.

VIGILANCIA Y EVALUACIÓN

Garantizar la bioseguridad en los laboratorios no puede ser una labor individual,
espontánea o anárquica, es preciso que existe una organización de seguridad que evalúe
todos los tipos de riesgo en un laboratorio y, acorde con las recomendaciones hechas por
los Comités de Seguridad, controle y garantice el cumplimiento de las medidas de seguridad
para el trabajo en esas áreas..

Debe enfatizarse que los dos aspectos más importantes para garantizar la seguridad
en un laboratorio son la observación estricta de las normas técnicas de seguridad de éste y
el entrenamiento adecuado de los trabajadores, el equipamiento y la facilidad con que el
laboratorio brinde barreras de protección adicionales y eficaces, pero la primera y más
importante barrera es la disciplina y la habilidad del personal.

La responsabilidad principal por toda la seguridad compete al director de la
institución, sin embargo en los centros o instituciones con gran cantidad de trabajo
microbiológico es esencial que exista un responsable de la seguridad a tiempo completo, en
el cual el director podrá delegar sus funciones aunque mantenga su responsabilidad.
También se recomienda la formación de un Comité de Seguridad que debe recomendar las
políticas y el programa de seguridad al director, formular un manual y revisar las practicas
de seguridad en el área de su competencia.

Otras funciones relativas a la organización de la seguridad en los laboratorios son:

• Redactar protocolos de bioseguridad en cada área y velar por su debido
cumplimiento.

• Implantar procedimientos de emergencia, particulares y generales, para casos de
accidentes laborales de cualquier tipo.

• Garantizar el entrenamiento adecuado del personal que trabaja en el laboratorio.

• Velar por que se cumplan las disposiciones relativas a la seguridad del transporte y
recepción o envío de materiales que contengan o con sospechas de contener
agentes patógenos.

FACTORES DE RIESGO

Se conoce como factores de riesgo a todos los elementos, sustancias,
procedimientos o acciones humanas presentes en el ambiente laboral que de una u otra
forma tienen la capacidad de producir lesiones al individuo o daños materiales en el trabajo;
encontrándose así en la fuente, el medio o en las personas y tienen como característica
fundamental que son fácilmente controlables.

Los diferentes factores a que estamos expuestos como trabajadores del área de la
salud, se pueden clasificar en físicos, químicos, ergonómicos, eléctricos, psicosociales y
biológicos.

FÍSICOS

Son los factores que actúan sobre tejidos y órganos no por composición química sino
por efectos energéticos. Se dividen en:

 Formas Ondulatorias:

• Ruidos

• Vibraciones

 Temperaturas extremas

 Radiaciones: no ionizantes,ionizantes .

Los efectos de los agentes físicos son determinadas en forma general (en todo el
cuerpo -explosión-), local (órgano específico -oído-) o celular (radiaciones).

QUÍMICOS

Los factores químicos son aquéllos que por su composición química son capaces de
dañar temporal o definitivamente al organismo expuesto. Se pueden clasificar en:

 Sólidos, líquidos, vapores, rocíos, gases .

Estos agentes químicos pueden penetrar al organismo por diferentes mecanismos de
absorción, como son: vías respiratorias, piel, vías digestivas y mucosas. Todos los agentes
químicos tienen efectos nocivos ya que pueden afectar localmente al organismo o en forma
general lo que muchas veces casa efectos irritantes, asfixiantes, cancerígenos, mutagénicos,
etc.

ERGONÓMICOS

• La iluminacion deficiente.

• El diseño deficiente del sitio de trabajo y sus mobiliarios.

• Hay que tener en cuenta las posturas y posiciones del cuerpo pues llevan a incurrir al
padecimiento de lumbagos, inflamaciones, mala circulación, etc.

• Las cargas pesadas, se debe tener mucho cuidado cuando se maneja con ellas, pues
hay condiciones y parámetros que indican la relación del peso de la carga, pues
muchas veces ocasiona lesiones.

ELÉCTRICOS

Entre los factores eléctricos que le pueden causar mal al trabajador están: el
no hacer control de calidad a equipos que funcionan con electricidad, ya que los
cables pueden tener peladuras o no se les este dando un buen manejo lo que
conlleva a un riesgo para el trabajador.

También el sitio donde está ubicado el equipo, su ubicación no debe
interferir con el desplazamiento del personal.

PSICOSOCIALES

Consisten en los cambios inesperados que se presentan en un individuo en su
área de trabajo lo cual conlleva a perjuicios en su salud:

o El trabajo repetitivo causa desinterés y desmotivación por el mismo, lo cual
con un aumento en su actividad diaria ocasiona el estrés laboral.

o El desequilibrio psicofísico tiene como consecuencia malas relaciones con los
compañeros.

o También suceden con frecuencia alteraciones psicosomáticas.

El estrés ocupacional son alteraciones del individuo a nivel físico y mental,
algunas manifestaciones mentales de estrés son: ansiedad, depresión, aislamiento,
ira.

• BIOLÓGICOS

De todos los factores de riesgo existentes en un laboratorio, los riesgos
biológicos son los más importantes por la variedad y patogenicidad de
microorganismos a los que pueda estar expuesto.(bacterias, virus, parásitos,
hongos), que causan accidentes o enfermedades profesionales.

Se considera que entre las causas más frecuentes de infección en el personal de
laboratorio, se encuentran:

o Accidentes de trabajo al manipular las muestras

o Negligencia e inobservancia de reglamentos al manipular agentes infecciosos

o No disponer de medios adecuados de protección ni de disposición de
desechos biológicos.

o Personal inadecuadamente entrenado.

RECOMENDACIONES ANTE UNA EXPOSICIÓN DE RIESGO BIOLÓGICO

.-Mantener la calma.

.-DEFINIR CLARAMENTE CÓMO FUE EL ACCIDENTE:

herida (objeto punzo- cortante)

salpicadura (en piel intacta, piel con lesiones, mucosas)

.-DEFINIR FUENTE:

.-paciente

.-material biológico.

.-objeto punzo-cortante

ACCIONES:

.-Notificar inmediatamente el accidente y dejar lo que se está haciendo para seguir el
protocolo.

.-Si fué con un paciente o muestra específica, se debe realizar serología para HIV, VHB, VHC,
SÍFILIS tanto a la fuente como al accidentado, en caso de no conocer la fuente, el
accidentado deberá realizarse igualmente las pruebas.Se debe tomar toda la información si
es posible de la fuente como NOMBRE, TELÉFONO, CÉDULA, DIRECCIÓN, ETC.

.-Realizar un informe detallado del accidente.

.-Recibir y cumplir el tratamiento antirretroviral o antirretroviral y antibiótico,
dependiendo del caso, dentro de las 2 horas del accidente, y no suspenderlo por ningún
concepto, a menos que presente una reacción que amerite su suspensión pero con la
aprobación médica.

PROCEDIMIENTO DE EXTRACCIÓN DE MUESTRAS SANGUÍNEAS.

 Al momento de la toma de muestra saludar cordialmente al paciente y explicarle el
procedimiento que se le va a realizar.

 Deberá realizarse un pequeño interrogatorio al paciente para saber si el mismo toma
algún medicamento o está en tratamiento, pues estos pueden interferir en algunas
determinaciones.
 A las mujeres en edad fértil deberá preguntárseles si están pudieran estar
embarazada, dado que, este estado altera muchas determinaciones y debe tenerse en
cuenta.

 Preguntarle al paciente el nombre completo para comprobar datos de la orden,
marcar con el nombre completo las muestras tomadas y con el número de la cama
piso o área.

 Colocar cómodamente al paciente para el procedimiento

Elección del sitio y vena para la punción: Seleccione el sitio que le merezca mayor
seguridad de éxito en la técnica y de menor riesgo para el paciente.
 La piel del sitio de punción elegido, debe estar indemne y limpia. Se deben utilizar
preferentemente, venas del pliegue del codo, medianas basílicas o cefálicas. Si no es
posible, se puede ubicar venas del dorso de la mano, es más dolorosa para el paciente
y tienden a romperse o formarse hematomas si no se procede adecuadamente. Se
sugiere utilizar scalps para causar menos inconvenientes.

 TORNIQUETE: Colocar compresor 10 cm por encima del sitio de punción si es
necesario. Tenga la precaución de soltarla, una vez elegida la vena.
 Es importante conocer cuándo NO SE DEBE COLOCAR TORNIQUETE PARA LAS
EXTRACCIONES. Su aplicación es útil en caso de venas profundas, poco visible y poco
palpables. El tiempo de utilización no debe ser mayor a un minuto, ya que produce
alteraciones en los valores del calcio, potasio, hematocrito, pruebas de coagulación
entre otros.
 Seleccionar el vaso mediante el tacto, así determinaremos la profundidad, calibre,
elasticidad, etc. También se puede localizar la vena por inspección (color azulado).
 Desinfectar el punto de punción con torundas impregnadas de alcohol de 70º,
haciendo la limpieza desde el centro hacia afuera en forma de espiral. Una vez
aplicado, esperar que tome contacto con la piel al menos por 30 segundos, antes de
puncionar.
 Pinchar la piel y posteriormente la vena en dirección contraria al flujo sanguíneo, con
un ángulo entre 15º y 30º respecto a la piel, con el bisel de la aguja hacia arriba. Fije la
vena traccionando la piel que la circunda.
 Colocar la AGUJA en la camisa o capuchón adaptador de vacío.
 Conectar el sistema de trasvase al tubo para recoger la cantidad de sangre deseada.
 Cambiar de tubos.
 Colocar una torunda seca en el sitio de punción haciendo presión e indicando al
paciente mantenga al brazo flexionado por unos 5 minutos.Luego colocar un adhesivo
o curita en la zona punzada.
 Es de suma importancia respetar el órden de llenado de los tubos al vacío:
Según las actualizaciones (NCCLS/CSLI H3 –A5), éste orden ha sido modificado cuando
se utilizan los tubos al vacío, debido a que el tapón rojo contiene un activador de la
coagulación, que garantiza la formación del coágulo en el tiempo convencional.

Si se va a utilizar jeringa, el orden de llenado de los tubos debe ser:

TUBO DE COAGULACIÓN -TUBO DE HEMATOLOGÍA –– TUBO SIN ADITIVOS. Con el
número de mezclado indicado anteriormente.
Si se utiliza el tubo para VSG automatizada, es un tubo largo y delgado con tapa
negra, se debe invertir 8 veces.

 Etiquetar e identificar los tubos.
 POR NINGÚN CONCEPTO DEBE DECIRLE AL PACIENTE QUE BOMBEE CON EL PUÑO.
Esto produce éxtasis venoso y altera las pruebas.
 La eliminación de la jeringa y aguja debe ser en receptáculo especialmente designado,
sin doblar, lavar, quebrar o recapsular la aguja.

 Registrar en el libro de toma de muestras el nombre completo del paciente, exámenes
solicitados, la hora de extracción, nombre del feblotomista y hora de llegada al
laboratorio y firma de quien recibe la muestra a conformidad.

 El envío de las muestras deberá ser acorde con las indicaciones y llevados
inmediatamente al laboratorio clínico.

 Muestras que necesiten temperaturas ambiente se transportarán en una cava,
colocados en forma vertical.

 Muestras refrigeradas, se trasportaran en cava con hielo, colocando las muestras
verticalmente.

 Tener en cuenta que el envío de gases arteriales se realiza inmediatamente al tomar la
muestra en condiciones de refrigeración.

 Muestras microbiológicas serán tomadas y transportadas en material estéril en su
medio correspondiente.

 Suero: No es aconsejable desprender el coagulo del tubo con un aplicador, porque es
una fuente potencial de hemólisis. Si el tiempo de coagulación no es el adecuado, la
formación latente de fibrina puede causar un problema en las determinaciones que se
efectúan en equipos automáticos, se puede acelerar la coagulación utilizando un
activador como trombina, o partículas de vidrio o sílice.

Punción capilar

La sangre capilar contiene más glucosa, mas leucocitos, mas glóbulos rojos y
hemoglobina. Pero las plaquetas son mas bajas. Los glóbulos rojos de la sangre de
capilares son menos frágiles que los venosos.
SITIOS DE PUNCIÓN SUBCUTÁNEA:

Sitio adecuado de punción en el talón
La punción en las áreas sombreadas evita lesiones en tejidos óseos.

TÉCNICA:
1) Seleccionar el punto para la punción. En lactantes casi siempre se elige la superficie
plantar interna o externa del talón. En niños de más edad puede utilizarse la superficie
palmar de la última falange del 2º,3º o 4º dedo de la mano. Otro punto es la superficie
plantar del 1º dedo del pie, la cara lateral de un dedo junto a la uña y el lóbulo de la
oreja. La zona no debe presentar edema ni punciones anteriores.
2) Calentar la zona de la punción con una compresa húmeda a una temperatura no
superior a 42ºC con esto se aumenta el flujo sanguíneo por las arteriolas y los
capilares, consiguiendo una muestra con un mayor componente arterial que resulta útil
en las determinaciones de pH y gases.
3) Limpiar la zona de punción con una solución acuosa de alcohol al 70%. Se deja secar.
la piel y no se toca la zona con ningún objeto que no haya sido previamente
esterilizado.
4) La punción se lleva a cabo con una lanceta estéril, realizando un único movimiento con el
instrumento casi en paralelo con respecto a la superficie de la piel. Cuando se realiza en el
talón se sujetara éste con el 1dedo sobre el arco y con el pulgar proximal al punto de
punción, en la zona del tobillo. Debe utilizarse una lanceta de menos de 2,4
mm de longitud para no lesionar el calcáneo (hueso del talón).
5) Desechar la primera gota de sangre enjugándola con una gasa estéril. A continuación,
regular el flujo de sangre mediante presión con el pulgar. No hay que realizar maniobras de
ordeñe ya que se pueden bemolizar la muestra e introducir un exceso de líquido histico.
6) Recoger la muestra en un recipiente adecuado. Para volúmenes pequeños se pueden
utilizar capilares desechables de vidrio de pequeño calibre y extremo abierto. El grosor
puede ser uniforme o disminuir gradualmente en uno de los extremos. Vienen
heparinizados o no y con agitados magnético o no.La aspiración de la muestra en
forma oral no se recomienda en absoluto por razones de seguridad. Para sellarlos se
emplean compuestos de arcilla y plástico.
7) Indicar en el informe que los resultados corresponden a sangre de punción subcutánea,
teniendo en cuenta que existen importantes diferencias en las concentraciones de glucemia,
potasio, proteínas totales, calcio y hematocrito entre la sangre venosa y la de este tipo.

IMPORTANTE:

Concentración sanguínea local es consecuencia de una aplicación prolongada de un
torniquete. Una retracción excesiva del embolo puede contraer una vena pequeña y la
sangre no entra en la jeringa.
También puede no llegar sangre a la jeringa si se punciona solo la capa exterior de la vena,
esto se soluciona retrayendo un poco la aguja y haciéndola entrar de nuevo, esto puede
provocar hematomas, si se nota indicios de éste se debe retirar la aguja y aplicar una
presión local de 10 minutos, no masajear.
Si se atraviesa la vena también causa de que no salga sangre, en este caso se retira la aguja
un poco, se aspira suavemente.
Sincope: su mejor tratamiento es poner al paciente en decúbito, si ya esta darle atención
médica.

ANTICOAGULANTES.

Se consideran como anticoagulantes:

• Mezcla de oxalatos.
• Citrato de sodio.
• Oxalato de sodio.
• EDTA.
• Heparina.
• ACD.
• CPD.

Mezcla de Oxalatos. También llamada anticoagulante de Wintrobe. Contiene oxalato de
amonio, oxalato de potasio, formol y agua.

Para 5ml de sangre se utilizan 0.5ml de la mezcla de anticoagulante (desecado en estufa a
37ºC o a temperatura ambiente antes de utilizarlo); esta solución anticoagulante actúa
como tal para fijación de calcio y debe usarse siempre desecado para no diluir la sangre.

Mezcla de oxalatos de sodio y potasio. Es otro anticoagulante conocido como "Mezcla de
Paul – Heller".

Citrato de sodio al 3.8% y oxalato de sodio al 1.4%. Se usa en relación de una parte de
anticoagulante por cada nueve partes de sangre, habitualmente se usan 0.25ml de la
solución para completar a 2.5ml de volumen total con la muestra de sangre.

Actúan en la misma forma que la solución anticoagulante de Wintrobe, es decir, por fijación
de calcio.

Son los anticoagulantes de elección para tiempo de protrombina (TP) y tiempo de
tromboplastina parcial (TTP).

EDTA (ácido etilen-diamino-tetra-acético). Las sales de sodio y potasio en este ácido se
comportan como poderosos anticoagulantes y son anticoagulantes de elección para el
trabajo de rutina y Hematología (se utiliza al 10%).

• No afecta la morfología de las células hemáticas.
• No modifica la velocidad de sedimentación globular.
• Actúa como quelante del calcio.

Se le llama quelante ya que secuestra al calcio y lo separa de la cascada de la coagulación,
impidiendo que la sangre coagule. Se utilizan 0.05ml por cada 3ml de muestra de sangre.
Dada la pequeña cantidad de solución, no es necesario desecarla, ya que prácticamente no
diluye la sangre a analizar; en exceso afecta adversamente tanto a los eritrocitos como a los
leucocitos, causando su encogimiento y provocando cambios en su forma; por ello debe
cuidarse de agregar la cantidad correcta de sangre al anticoagulante. Se prefiere la sal
tripotásica a la disódica, ya que es más soluble (10 veces más) y ello hace efectiva la mezcla
del anticoagulante con la sangre.

Hay tubos que vienen con el EDTA liofilizado, es decir, como un polvo, éste es mejor porque
desminuye el efecto de dilución de la muestra, sobre todo cuando es poco volumen,.

SABEMOS QUE HAY QUE RESPETAR LA PROPORCION ANTICOAGULANTE/SANGRE, si está en
exceso el anticoagulante se diluye la muestra y dan falsos resultados, y si está en menor
cantidad, se coagula la muestra.

Heparina (heparina sódica de 1,000 unidades). La fina capa de solución de heparina de
1,000 unidades:

• Se utiliza para las gasomerías.
• La heparina es un excelente anticoagulante.
• No altera el tamaño de los eritrocitos.
• Actúa inhibiendo la actividad de la trombina sobre el fibrinógeno y es este
mecanismo, el que la hace diferente a los demás anticoagulantes mencionados.

ACD y CPD. Son los principales anticoagulantes utilizados en los bancos de sangre (en las
bolsas para la recolección de ésta).

El ACD contiene ácido cítrico, citratos y dextrosa. En este anticoagulante la sangre se
mantiene hasta 21 días.

El CPD contiene citratos, fosfatos y dextrosa. El radical es un amortiguados que favorece el
pH de la sangre normal (7.4) permanezca así durante más tiempo, por lo que este
anticoagulante hace que las bolsas duran 21 días + 7, siempre y cuando el plasma no
presente una coloración rojiza (hemólisis) ni tome un color verdusco debido a la
panaglutinibilidad o contaminación bacteriana.

GASOMETRÍA VENOSA

Es una prueba que se utiliza en el estudio del equilibrio acido-base.

La extracción la puede realizar el personal de laboratorio, médicos y enfermeras, lo
importante es la metodología.
Se deben usar jeringas de 3ml o menos, dependiendo si es adulto o niño y la
cantidad que se necesite.
Las determinaciones de los gases sanguíneos se deben realizar en sangre completa,
por lo que para impedir que la sangre extraída se coagule en la jeringa se utilizan
anticoagulantes para inactivar los mecanismos que ponen en marcha la coagulación. La
heparina de litio es el anticoagulante de elección, pero hay que tener en cuenta que un
exceso de heparina afecta a la determinación del pH, pCO2, pO2 y a la hemoglobina. No
utilizar oxalato
como anticoagulante pues aumenta el pH, ni citrato ni EDTA que lo disminuyen.
El volumen de heparina debe ser sólo el necesario para cebar la jeringa, no debe
exceder de 0,1 ml, y el excedente se debe expulsar, para no diluir la muestra ni alterar el pH.
Lo aconsejable es no utilizar el torniquete, y si se utiliza debe ser por breve tiempo y
no tan ajustado.
En caso de niños, se debe hablar y tranquilizar, ya que el llanto excesivo produce
hiperventilación y altera los resultados.

Hay que evitar la formación de burbujas de aire en la jeringa. Las burbujas que se
mezclan con una muestra de sangre dará lugar a un equilibrio de gases entre el aire y la
sangre, reduciéndose de forma importante la pCO2 de la muestra, aumentando el pH, por lo
que tras la extracción es conveniente expulsar las burbujas. Seguidamente se cierra con un
tapón y se agita para disolver la heparina, lo que evitará la formación de coágulos.

Las muestras deberían analizarse lo antes posible, ya que la sangre consume oxígeno
y libera CO2 a una velocidad que depende de la temperatura corporal. Por ello, si se ha de
almacenar una muestra más de 10 minutos, deberá enfriarse entre 0 ºC y 4 ºC no más de 30
minutos para minimizar los efectos del metabolismo.

GASOMETRÍA VENOSA POSTPRANDIAL

Esta prueba es utilizada para evaluar el equilibrio ácido-base, se realiza en la mañana
y la obtención de la muestra es DOS HORAS DESPUÉS DEL DESAYUNO.
No debe realizarse en ayunas ni antes de las 2 horas después de comer, los valores
de la gasometría no serán confiables.
NIGUNA MUESTRA PARA GASOMETRÍA SE DEBE RECOLECTAR EN TUBOS, NI SIQUIERA AL
VACÍO.

PRUEBA DE TOLERANCIA ORAL A LA GLUCOSA

Son pruebas que miden la capacidad para metabolizar la glucosa. Las personas que
padecen de diabetes mellitus tienen altos niveles de glucosa en la sangre y las pruebas de
tolerancia a la glucosa son una de las herramientas para diagnosticarla.

También se utiliza para descartar la diabetes gestacional en mujeres embarazadas.
En el embarazo, este tipo de diabetes suele diagnosticarse entre las 24 y 28 semanas. Los
factores de riesgo más importantes en este tipo de diabetes son:

• Mujeres obesas

• Mayores de 25 años con antecedentes familiares que cursen con diabetes
• Anteceentes famliliares con diabetes y en los que el niño al nacer pesó más de 4 kg.

La prueba más común de tolerancia a la glucosa es la oral. Después de una noche de
ayuno (8 a 12 horas), se toma una muestra de sangre basal y otra 2 horas después de
ingerir una carga oral de 75 g de glucosa. Las mediciones intermedias no se realizan
de manera rutinaria, a menos que sea solicitado por el médico. Por este motivo se
eliminó el término "curva de tolerancia a la glucosa". Además, el paciente no puede
comer durante el examen y se recomienda informar al médico acerca del uso de
medicamentos que pueden afectar los resultados del mismo.

Con frecuencia se solicita la medición de los niveles de insulina (hormona
producida por el páncreas que permite introducir la glucosa desde la sangre hasta las
cada una de las células del cuerpo).

IMPORTANTE:

La dosis de glucosa utilizada es de 75 g, diluidos en 375 cc de agua, los cuales deben
ser ingeridos a temperatura ambiente, en un período NO mayor a cinco (05)
minutos. Por lo general se emplean soluciones preparadas y saborizadas estándar.

En NIÑOS rara vez se utiliza, pero cuando se requiere LA CARGA DE GLUCOSA se
calcula con base en 1.75 g por kg de peso sin exceder 75 g en total.

La prueba debe realizarse a primera hora de la mañana.

No se debe dar la carga glucosada si el valor de glicemia basal es superior a los 125
mgr/dL de ese mismo día o si no es posible, del día anterior.

El paciente debe estar en ayunas, no debe haber realizado ningún tipo de ejercicio o
esfuerzo antes de la prueba.

El paciente debe permanecer sentado en la sala de espera si es ambulatorio; no
debe ingerir ningún tipo de bebida o alimento, caramelos, chiclets, etc, y no debe
fumar.

Estar atento si el paciente se siente mareado o con náuseas, deseos de vomitar,
sudor frío, para ello se debe recomendar al paciente avisar cualquier síntoma que
presente.

NO debe practicar en pacientes con VIH+ que estén recibiendo inhibidores de la
proteasa, en vista del alto número de resultados falsamente positivos.

El plasma separarse mediante centrifugación tan pronto se extraiga la muestra de
sangre, para el suero se debe dejar máximo 15 min para retracción del coágulo y
luego centrifugar. Lo importante es separar el plasma o suero del paquete globular
para evitar la glicólisis que puede originar una subestimación de la glicemia real del
paciente.

Los valores sanguíneos normales para una prueba de tolerancia a la glucosa oral con 75
gramos utilizada para detectar diabetes tipo 2 son:

• Ayunas: 60 a 100 mg/dL
• 1 hora: menos de 200 mg/dL
• 2 horas: menos de 140 mg/dL. Entre 140 y 200 mg/dL se considera que existe
deterioro en la tolerancia a la glucosa (algunas veces mal llamada "prediabetes"). Este
grupo está en mayor riesgo de desarrollar diabetes. Un nivel por encima de 200
mg/dL es un signo de diabetes mellitus.

gramos utilizada para detectar diabetes gestacional son:

• 1 hora: igual a o menos de 140 mg/dL.

gramos utilizada para detectar diabetes gestacional son:

• Ayunas: menos de 95 mg/dL
• 1 hora: menos de 180 mg/dL
• 2 horas: menos de 155 mg/dL
• 3 horas: menos de 140 mg/dL

HEMOGLOBINA GLICOSILADA. El tiempo de vida de los glóbulos rojos es aproximadamente
de 120 días. Esta medición expresa el nivel de azúcar en promedio de 2 a 3 meses atrás, por
lo que es un parámetro aceptable para seguir el control de un paciente. Por este motivo se
recomienda solicitar dicho examen tres o cuatro veces al año. Esto es sumamente útil en el
control de los pacientes, debido a que usualmente estos mejoran su dieta en los días previos
al control de la glicemia, falseando los resultados. El valor de la hemoglobina glucosilada es
una herramienta eficaz para ver el control metabólico en los últimos meses.

GLUCEMIAS MEDIAS PORCENTAJE DE HbA1C RIESGO DE COMPLICACIONES
60 4%
90 5% Riesgo bajo
6% (se considera normal hasta 6,5%)
120

150 7% Riesgo moderado
(control aceptable hasta 7,5%)
180 8%
9% Riesgo (mal control a partir de
210
aumentado 9,5%)
240 10 % alto
270 11 %
300 12 %

330 13 %
360 14 %

TOMA DE HEMOCULTIVO

OBJETIVO:
Determinar la presencia de microorganismos en sangre obtenida con técnica aséptica,
mediante la siembra de ésta en un medio de cultivo. En caso de bacteremia permite aislar el
agente causal.
CONDICIONES:

Uso de técnica aséptica.
Evitar la contaminación, al extraer la muestra con la flora microbiana cutánea del
paciente o del operador.
El retiro de los medios de cultivo en el laboratorio, debe ser realizado en el momento en
que se procederá a realizar la técnica (no dejar en la sala por tiempo indeterminado,
pues la temperatura ambiente altera las condiciones asépticas del caldo de cultivo)
El laboratorio prepara los frascos con la cantidad requerida de medio de cultivo, en una
proporción de 1:10 para adultos, de esta manera se obtiene una adecuada
proporción de gérmenes patógenos a aislar. (para niños es 1:5), también ya vienen
preparados comercialmente con los volúmenes exactos DEL MEDIO.

CONSIDERACIONES DE LA TECNICA DE HEMOCULTIVO

La preparación de la piel es esencial si se quiere evitar la contaminación de las
muestras, una vez identificada la vena a puncionar, se debe lavar el área con solución
jabonosa. Se debe desinfectar la zona con una torunda impregnada en solución yodada o
povidine, en forma de espiral,comenzando desde el centro hacia la periferia de la zona a
puncionar.
El vaciar la muestra suavemente, se evita la hemólisis, ya que su presencia puede
interpretarse como positividad del hemocultivo.
Si se requieren hemocultivos seriados, se deben tomar las muestras de diferentes
sitios de punción en diferentes tiempos previamente acordados.
El retirar los frascos en el preciso momento de la realización de la toma de muestra,
permite obtener resultados fidedignos.

La presencia de fiebre en el paciente indica destrucción bacteriana, por lo tanto, no
es imprescindible que se tome sólo bajo esa condición; se ha comprobado que el mejor
momento para obtener la muestra de sangre es entre 2 y 3 horas antes del peak febril, el
que generalmente va precedido de calosfríos.
Frente a la dificultad de predecir un peak febril, se recomienda obtener tres
muestras tomadas con un lapso de 30 a 90 minutos, en diferentes sitios de punción.
Si el paciente se encuentra en estado de gravedad, que señale la posibilidad de una
bacteremia, no es necesario esperar los 30 minutos entre las muestras, ya que es preciso
instaurar terapia de antibióticos precozmente.
Sí el paciente está con antibioterapia, el hemocultivo debe tomarse antes de
corresponder la siguiente dosis y consignarlo en la orden, medicamento, dosis, hora de
administración de la última dosis.
Sí no se logra obtener sangre en una primera punción, se debe cambiar la aguja
utilizada.

MUESTRAS DE ORINA

Se debe ser cuidadoso den obtención de las muestras de orina, puesto que de una
correcta técnica dependerá la eficacia del resultado obtenido, en especial cuando se
necesita evaluar la presencia de infección en las vías urinarias.
Generalmente, las muestras obtenidas en casa no suelen recolectarse en forma adecuada o
no se llevan inmediatamente después de ser obtenidas, por lo que los resultados no son
completamente fiables.

La orina normal presenta una amplia gama de colores, por lo cual está determinado
por su concentración. El color puede variar de un amarillo pálido a un ámbar oscuro, según
la concentración de los pigmentos urocrómicos y, en menor medida, la urobilina y de la
uroeritrina. Cuanto más pigmento tenga, mayor será la intensidad del color, sin embargo,
existen muchos factores que pueden alterar el color normal de la orina, incluyendo
medicaciones y dietas, así como diversos productos químicos que pueden estar presentes
en situaciones patológicas.

TIRAS REACTIVAS.

Las tiras reactivas para uroanálisis son bases plásticas en las que hay adheridas
diversas áreas reactivas para determinar Glucosa, Bilirrubina, Acetona, Densidad, Sangre,
pH, Proteínas, Urobilinógeno, Nitritos y Leucocitos.
Los resultados obtenidos por las tiras reactivas proporcionan información referente
al metabolismo de carbohidratos, función hepática y renal, balance ácido-base e infecciones
del tracto urinario.
Las tiras reactivas están listas para utilizarse y son desechables. Estas pueden ser
leídas visualmente aunque existen presentaciones que pueden ser leídas
instrumentalmente empleando autoanalizadores .
Las instrucciones deben seguirse correctamente, considerando los tiempos de
espera para cada parámetro así como los procedimientos de almacenaje y utilización.

Los valores mínimos detectables para la mayoría de las tiras se resume en la tabla
correspondiente.

Tabla 2. Valores mínimos detectables de las tiras reactivas.
Area Reactiva Tiempo de Lectura Sensibilidad
Glucosa 30” 75-125 mg/dL
Bilirrubina 30” 0.4-0.8 mg/dL
Cetona 40” 5-10 mg/dL (Acido acetoacético)
Sangre 60” 0.015-0.062 mg/dL (Hemoglobina)
Proteína 60” 15-30 mg/dL (Albumina)
Nitritos 60” 0.06-0.1 mg/dL (Ion nitrito)
Leucocitos 2’ 5-15 células /µL
pH 60” 5.0-8.5
Densidad 45” 1.000-1.030

Es posible no encontrar una concordancia exacta entre el resultado determinado de
manera visual sobre las tiras y el resultado obtenido por algún método instrumental, esto
puede deberse a las diferencias inherentes entre la percepción del ojo humano y el sistema
óptico del instrumento.
POR NINGÚN CONCEPTO SE DEBEN DEJAR INTRODUCIDAS LAS TIRAS EN LA ORINA, NI
CORTARLAS A LA MITAD PARA AHORRARLAS.
Se debe respetar el tiempo de introducción de la cinta en la orina PEEVIAMENTE
MEZCLADA, y la lectura de la cinta debe estar comprendida en los tiempos pre-establecidos.

MÉTODOS MANUALES ALTERNATIVOS:
Se emplean cuando no se dispone de las cintas reactivas, se les dará preferencia a
éstas últimas ya que los reactivos en las almohadillas son más específicos que las pruebas
alternativas.

DETERMINACIÓN DE GLUCOSA EN ORINA.

Principio: La Glucosa es una sustancia reductora, la cual reduce al sulfato cúprico (color
azul), de la solución de Benedict, a óxido cúprico (color rojo) que es insoluble.
Método.
1. Con una pipeta depositar 5 mL de solución de Benedict en un tubo de ensayo.
2. Agregar 8 gotas de orina y mezclar completamente.
3. Hervir durante 2 minutos.
4. Dejar enfriar la muestra a temperatura ambiente.
5. Examinar la muestra y ver si existe algún cambio de color o precipitado.

Resultados.
Concentración
Color Resultado
mmol/L*
Azul Negativo 0
Verde Huellas 14
Verde con precipitado amarillo + 28
Desde amarillo hasta verde oscuro ++ 56
Castaño +++ 83
Desde anaranjado hasta rojo ++++ 111 ó más
ladrillo
*
Dividir el resultado por 0.055 para convertirlo a mg/dL

REACTIVO DE BENEDICT.
1. Disolver los cristales de sulfato cúprico por calentamiento en 100 mL de agua
destilada (solución A)
2. Disolver el citrato trisódico y el carbonato sódico aproximadamente en 800 mL de
agua (Solución B).
3. Añadir la solución A lentamente a la solución B, removiendo constantemente.
4. Completar a 1000 mL.

DETERMINACIÓN DE PIGMENTOS BILIARES EN ORINA.

Principio.
Cuando se añade yodo (solución de Lugol) a la orina que contenga pigmentos biliares
se forma un complejo verde.

Método
1. Colocar 4 mL de orina
2. Agregar 4 gotas de lugol
3. Agitar el Tubo y Observar.

Resultados.
Verde Pálido: +
Verde Intenso: ++
Amarillo Castaño: Negativo

DETERMINACIÓN DE UROBILINÓGENO EN ORINA.

Fundamento:
El p-dimetilaminobenzaldehído reacciona con el urobilinógeno para dar un complejo
rojo.

Método.
1. Colocar 5 mL de orina recién emitida (la orina vieja contiene uurobilina, no
detectable).
2. Añadir 0.5 mL del reactivo de Ehrlich

3. Reposar 5 minutos y observar.

Resultados
Color Rojo Intenso: Urobilinógeno aumentado.
Color de Rosa a Castaño ténue: Normal.

Reactivo de Ehrlich.
p-Dimetilaminobenzaldehído 2g
HCl concentrado 20 mL
Agua destilada 80 mL
1. Mezclar el p-dimetilaminobenzaldehído con el agua y
2. A continuación ir adicionando el HCl lentemente y con cuidado.

DETERMINACIÓN DE SANGRE EN ORINA.

Técnica del Sulfato de Amonio
Fundamento.
Aprovechando la diferencia de solubilidad de la hemoglobina y la mioglobina es
posible diferenciar una de otra, cuando en un análisis en tira se tiene sangre positiva y el
sedimento muestra escasos o ausencia de éstos.

Método
1. Saturar la orina al 80% con sulfato de amonio (2.8 g + 5 mL de orina).
2. Mezclar hasta disolución total.
3. Filtrar o centrifugar para separar la hemoglobina (que precipita), de la mioglobina
que queda en solución.

Resultado.
Sobrenadante coloreado Mioglobina
Sedimento Pigmentado Hemoglobina

DETERMINACIÓN DE PROTEÍNAS

Fundamento
Existen diversos ácidos que pueden usarse para precipitar proteínas, éstos son: ácido
sulfosalicílico, tricloroacético, nítrico y acético. Sin embargo el de elección es el ácido
sulfosalicílico debido a que no requiere de calentamiento para su precipitación. El método
que se empleará usa el reactivo de Exton, que lo hace más sensible y especifico para todas
las proteínas.

Método.
1. Centrifugar una alícuota de orina y utilizar el sobrenadante.
2. Mezclar volúmenes iguales de orina centrifugada y reactivo de Exton.
3. Observar resultados.

Reactivo de Exton
1. Disolver 88g de sulfato de sodio en 600 mL de agua destilada con ayuda de calor.
2. Agregar 50g de ácido sulfosalicílico y llevar a 1000 mL

Resultados.
No existe turbidez Negativa
Se percibe turbidez sólo sobre fondo negro
Se observa turbidez pero no granular Trazas
Se observa turbidez y es granular +
Turbidez considerable y existe aglutinación ++
Nube densa con masas aglutinadas de gran tamaño que pueden +++
solidificarse ++++

Reacción de Fouchet: una prueba para la determinación de bilirrubina. Se añade una parte
de un reactivo compuesto de 5 g de ácido tricloroacético, 20 ml de agua y 2 ml de cloruro
férrico, a una parte igual de suero sanguíneo. Se produce una coloración verde si contiene
bilirrubina.
Reacción de Francis: una reacción para determinar para ácidos biliares en la orina. Se
mezclan 2 g de glucosa y 15 g de ácido sulfúrico diluído y se vierte encima lentamente la
orina. La formación de un color púrpura indica la presencia de ácidos biliares

Reacción de Gerhardt: se agitan partes iguales de orina y cloroformo y se añade tintura de
yodo e hidróxido potásico; la presencia de ácidos biliares se revela por la aparición de un
color verde pardusco.
Reacción de Gmelin: se añade ácido nítrico fumante a la orina en un tubo de ensayo, de
modo que forme una capa sobre aquel líquido. Si hay pigmentos biliares, cerca de la unión
de ambos líquidos se forman anillos, un anillo verde encima y otros debajo, azul, violeta rojo
y rojo amarillo. Si faltan los anillos verdes y violeta rojo, es probable la presencia de luteína.
Método de Schlesinger: a 10 ml de orina se añade igual cantidad de acetato de cinc y 2 o 3
gotas de lugol. La presencia de urobilina se manifiesta por el desprendimiento de
fluorescencia.

CETONAS EN ORINA: PRUEBA DE ROTHERA

La reacción de rothera es una prueba que utiliza nitroprusiato y en la que se forma
un anillo. Es muy sensible al ácido diacético pero en menor medida a la acetona, no permite
detectar ácido Beta-hidroxibutirico. Este método permite determianr alrededor de 1-5
mg7dl de ácido diacético y 10-20 mg7dl de acetona.
REACTIVOS

1. Reactivo de Rothera: Pulverizar y mezclar 7.5 gramos de nitroprusiato de sodio y 200
mg de sulfato de amonio.
2. Hidróxido de amonio concentrado.

PROCEDIMIENTO

1. Agregar aproximadamente 1 g de reactivo de Rothera a 5 ml de orina en un tubo de
ensayo y mezclar bien.
2. Cubrir con 1 ml de hidróxido de amonio concentrado.

3. Si la prueba es positiva se forma un anillo rojo púrpura al cado de 1 1/2 minuto en el
punto de contacto.

INFORMAR COMO SIGUE:

Negativo: No se forma anillo púrpura tirando a rosado.

• Trazas: Tenue anillo púrpura tirando a rosado.
• POSITIVO:
2 + Anillo púrpura oscuro estrecho, limitado
4 + Anillo púrpura oscuro extenso.
Este procedimiento ha sido, en la mayoría de los laboratorios, remplazado por las
tiras reactivas y por el Acetest.

ANÁLISIS QUÍMICO
pH: Las tiras reactivas contienen los indicadores rojo de metilo, fenoftaleína y azul de
bromotimol, que al contacto con la orina produce un cambio de color que va desde naranja
hasta verde azulado, con un rango entre 5.0 y 9.0.
Proteínas: El Test se basa en el principio de indicadores, es decir que el indicador
cambia de color en presencia de proteínas a un pH constante. El papel reactivo para la
determinación de proteínas contiene una mezcla de tetrabromofenol o
tetrabromofenoftaleína en presencia de proteínas muestra un viraje de color de amarillo a
verde y azul.
Glucosa: Se basa en el método específico de glucosa oxidasa – peroxidasa. La prueba
es independiente del pH y de la densidad de la orina. El cromógeno varía según la casa
comercial.
Cetonas: Se basa en el principio de la prueba de Legal. El ferrocianuro sódico y glicina
que reaccionan con el ácido acetoacético y la acetona en medio alcalino para formar un
compuesto de color violeta.
Sangre oculta: El papel reactivo contiene un hidroperóxido orgánico que provoca la
oxidación del indicador o cromógeno bajo la acción de hemoglobina o mioglobina. Las tiras
comerciales actuales permiten la detección de eritrocitos intactos así como de hemoglobina
y mioglobina. Los hematíes intactos se hemolizan al contacto con el área reactiva. La
presencia de hematíes intactos da una reacción de color punteada, mientras que la
hemoglobina libre y la mioglobina dan coloración uniforme.
Bilirrubina: Se trata de una reacción de acoplamiento entre la bilirrubina y una sal de
diazonio en medio ácido.
Urobilinógeno: Una sal de diazonio estable produce, con el urobilinógeno en un medio
ácido, casi instantáneamente, un cambio cromático.
Nitrito: La prueba se basa en el Test. De Griess, en donde el nitrito en medio ácido
reacciona con el ácido parsalínico, o con una amina aromática para formar una sal de
diazonio que con una benzoquinolina produce un color rosado y demuestra la conversión de
los nitratos en nitritos por la acción bacteriana en la orina.
Estearasa leucocitaria: El test comprueba la actividad estearásica de los granulocitos.
Estas enzimas desdoblan un éster de indoxilo a indoxilo el cual se oxida por acción del
oxígeno y desarrolla un color violeta.

ORINA COMPLETA Y SEDIMENTO

Consideraciones previas a la toma de muestra:
Se debe indicar al paciente que permanezca en ayuno completo, por lo menos 6- 8
horas previas a la toma de la muestra.
Se debe tomar la muestra a primera hora de la mañana, cuando el paciente
despierte, esta orina es más concentrada y permite detectar mejor las alteraciones (ej. en
Test de Embarazo , SEDIMENTO URINARIO, Urocultivo)
Las muestras tomadas en domicilio se deben enviar lo antes posible al
laboratorio, no más de 30 minutos, en especial los urocultivos, éstos últimos deben
transportarse en hielo.
Todas las muestras obtenidas deben ser realizadas en orina de segundo chorro, a no
ser que se indique lo contrario.
Se pueden dar instrucciones precisas al paciente, para que obtenga la muestra, si
éste se encuentra en condiciones de captar las indicaciones.
Debe indicarse previa asepsia de los genitales para garantizar una buena recolección de
orina y que no esté contaminada con otras secreciones( vaginales, semen, heces, etc).
En el hombre no se recolectan las últimas gotas de orina, ya que suelen agregarse
secreciones prostáticas a ella,
La eliminación del primer chorro (10-12 cc de orina), permite arrastrar los gérmenes
que se ubican en la porción distal de la uretra, los que podrían contaminar la muestra.

Recolección de muestras de orina en niños
En niños, puede utilizarse una bolsa de plástico estéril colectora de orina (Producto
comercial. La bolsa se colocará después de haber lavado los genitales adhiriéndola a la piel
por medio de un anillo adhesivo. Si no es posible recolectar orina en los siguientes 45
minutos, deberá cambiarse la bolsa por una nueva

UROCULTIVO Y ANTIBIOGRAMA

La toma de muestra de orina para cultivo y antibiograma es similar a la descrita para
examen de orina completa, la diferencia es que el ENVASE para la recolección debe ser
siempre estéril.
En esta sección veremos la toma de muestra de orina en paciente con catéter vesical o
sonda Foley, también se puede obtener muestra de orina a través de cateterismo.

MUESTRAS DE HECES PARA COPROPARASITOLÓGICO.

OBJETIVO:
Permite determinar la presencia de parásitos intestinales.

1) No requiere preparación especial del paciente.
2) Se toma una muestra de deposición obtenida a cualquier hora del día, y se coloca con una
paleta de plástico en un envase recolector de heces.
Se debe procesarlos más pronto posible.

3) Si se solicita examen SERIADO, repetir el procedimiento día por medio hasta completar
tres muestras.

Examen físico:
* Color : Normalmente las heces son de color pardo de diferente intensidad, este color se
debe a la presencia de urobilina, varía de acuerdo a la ingestión de alimentos y
medicamentos.
Heces acólicas: Blanco-grisáceas, de color ceniza, son las heces en la acolia de las ictericias
obstructivas y de la fase aguda de las hepáticas, con lo que su aspecto se ha comparado con
la masilla. La ingestión de papilla de bario puede producir el mismo efecto.
* Olor : Las sustancias aromáticas provenientes de la desaminación y descarboxilación del
triptofano por las bacterias son las que le dan a la materia fecal el olor característico.
* Consistencia : Normalmente las heces son blandas aunque moldeadas. Se observan heces
extremadamente duras en el estreñimiento y líquidas por acción de laxantes, o por causas
que originen diarrea. Esta consistencia puede ser: Líquida, blanda o dura.
* Aspecto : Hay diferentes aspectos como son : Diarreico, cremoso, mucoide, granuloso,
pastosa.
* Reacción : La reacción y el pH de la materia fecal depende del régimen alimenticio.
Generalmente son alcalinas.

COPROCULTIVO
OBJETIVO:
Permite determinar la presencia de gérmenes en el tracto digestivo.
Medio transporte Cult-Pack , CULTURETTE.

Equipo:
� Guantes estériles o de procedimientos
� 1 tubo estéril con hisopo y medio de transporte (gel)

Técnica:
1) Infórmele al paciente
2) Lávese las manos. Lleve el material.
3) Colóquese los guantes.
4) Pídale al paciente que se coloque en posición decúbito lateral.

5) Separe los glúteos del paciente e introduzca suavemente y en forma rotatoria el hisopo
con algodón, en el ano.
6) Al obtener la muestra, introduzca el hisopo suavemente, sin topar las paredes del tubo,
hasta sumergirlo bajo el medio de transporte.
7) Tape el frasco sin contaminar.
8)Lleve al laboratorio de bacteriología o guarde en estufa.

TECNICA DE RECOLECCION DE ORINA DE 24 HORAS

Esta técnica es utilizada para la realización de pruebas cuantitativas diversas, tales
como: determinación de depuraciones, niveles hormonales, electrólitos, etc.

Previa a la recolección de orina de 24 horas se debe informar al paciente y dejarle uno o
dos botellas para la recolección total de orina, además poner un cartel en un lugar visible,
dentro de la unidad del paciente, para que el personal que lo atiende esté en conocimiento del
procedimiento a realizar.

Técnica:
1) El paciente debe vaciar completamente la vejiga a una hora determinada, (p.ejm: 5:00 AM)
luego esta orina se elimina.
2) Se debe recolectar la totalidad de orina que presente durante las 24 horas. (a partir de las
5:00 AM de ése día, hasta las 5:00 AM del día siguiente, incluyendo la orina obtenida en ese
momento) .
3) La recolección se hace en recipiente limpio, NUNCA DE RECIPIENTES QUE HAN TENIDO
DETERGENTES NI ALIMENTOS, se prefiere sean comprados o de agua mineral, SECOS, y debe
ser mantenida a 4 º C, en lo posible, ya que la orina a temperatura ambiente, cambia el Ph, de
ácido a alcalino (producto de la contaminación por bacterias ambientales que degradan la urea)
.
4) Estas pruebas se invalidan al descartar la orina de una micción.
5) . Es importante interrogar al paciente cómo realizó la recolección, dónde la almacenó,
durante cuánto tiempo fue la recogida y si olvidó alguna micción.
6)No deben recibirse muestras derramadas, llenas hasta el borde o en en recipientes
inadecuados.
7)Para niños se puede recolectar orinas de 12 horas y se debe hacer la acotación.

CLEARANCE O DEPURACIONES:

Se recolecta orina de 24 hrs. y conjuntamente se toma una muestra de sangre en
ayunas.
Técnica:
1) Se debe instruir al paciente: acerca de: no ingerir diuréticos, té, café u otros alimentos que
estimulen la diuresis, mientras dure la recolección de orina.

2) Recolección de orina de 24 horas, según la técnica descrita anteriormente.
3) Al terminar la recolección, se toma una muestra de sangre para el analito respectivo.

4) En la orden del examen consignar el total de orina de las 24 hrs, enviando una muestra del
total al laboratorio .
5) Consignar además en la orden del examen: Peso, Talla y Edad del paciente.
6)El volumen urinario en 24 horas debe ser medido en su totalidad, para eso se utilizan cilindros
graduados de 2 lits y de 250 ml. En la orden del examen se registra el total de orina obtenida en
las 24 horas.
7)Si el paciente recoge más de un envase con la orina de 24 h, debe tomarse alícuotas a partes
iguales de cada recipiente, mezclarlas y centrifugarlas antes de ser procesada. NO SE DEBE
TOMAR DE UN SOLO RECIPIENTE SI HAY MÁS DE UNO.
8)Recuerde antes de medir el volumen total, separar la alícuota para analizar, ya que se
contamina la orina con las otras que esté midiendo o se le puede olvidar y descartarla sin haber
separado la alícuota. NO OLVIDE SUMAR AL VOLÚMEN TOTAL LO QUE TOMÓ PARA ANALIZAR.

DEPURACIÓN DE CREATININA, RANGOS DE REFERENCIA:

ORINAS PARA COCIENTES URINARIOS O RELACIONES

Las orinas para cocientes urinarios como Calcio/creatinina, Acido úrico/ creatinina,
entre otros, deben ser recogidas en un envase recolector de orina, debe ser LA SEGUNDA
MUESTRA DE ORINA DE DOS HORAS, EN AYUNAS.
Se le debe dar instrucciones al paciente para que el día anterior no exceda la dieta en
lácteos, haga su alimentación normal, si es niño, se debe levantar temprano, vaciar la vejiga,
esperar 2 horas en ayunas y al cumplirse el tiempo, recoger la orina en un recipiente adecuado,
rotularlo con el nombre del paciente y como segunda orina parcial en ayunas, porque
generalmente se les pide uroanálisis también, pero debe ser de la primera orina de la mañana.
Si el paciente trae ambos envases, debe ser cuidadoso de NO CONFUNDIRLOS, dejando
el de primera orina para uroanálisis y el de 2 horas para cocientes o relaciones.
A ésta orina no es necesario medir el volumen a menos que se indique.
Se le hacen determinaciones de : creatinina, proteínas, microalbuminuria, calcio, ácido
úrico, fósforo, etc.

MUESTRA DE ESPUTO PARA BACILOSCOPIA

Técnica:
1) Paciente en ayunas y sin haberse cepillado o lavado la boca .
2) Se debe instar al paciente que tosa o provocar la tos con ejercicios respiratorios de inspiración
y espiración profundos y percusión y vibración torácicas para permitir que las secreciones se
suelten.
3) El paciente debe sonarse, aclarar la garganta y enjuagarse la boca.
4) Pedir al paciente que tosa y expectore en un frasco de boca ancha, limpio y seco; se debe
echar desgarro y no saliva. El paciente debe enjuagarse la boca, registrar las características del
desgarro, en hoja de enfermería.
5) Enviar el examen al laboratorio, en una orden especial. con los datos del paciente y estipular si
este está con tratamiento antituberculosis.
6) Se debe repetir el procedimiento en días consecutivos hasta completar tres muestras,
enviándolas cada día al laboratorio.

PARA CULTIVO DE ESPUTO:

La toma de muestra se realiza de la misma manera que el examen anterior, pero el ESPUTO se
toma en un frasco estéril, el cual se debe enviar de inmediato al laboratorio.

MUESTRA DE SECRECION FARINGEA

OBJETIVO:
En general, con esta muestra se realizan cultivos, para determinar la presencia de gérmenes
patógenos (estreptococos beta hemolítico)
1) Lávese las manos y use guantes estériles
2) Se acomoda al paciente sentado.
3) Se le abre la boca ayudado por un baja-lenguas.
4) Se toma la muestra con un hisopo que se introduce en la faringe, tocando sus paredes con
movimientos rotatorios suaves y rápidos, para evitar estimular el reflejo nauseoso. Evite tocar
la lengua y contaminar con saliva.

5) Se coloca el hisopo con la precaución de no topar las paredes del frasco estéril.

CRITERIOS DE RECHAZO DE SOLICITUDES Y/O MUESTRAS.

 Muestras sin orden médica o que no estén claros los parámetros solicitados.
 Muestras no identificadas correctamente.
 Muestras derramadas o tubos rotos.
 Muestras no adecuada para la prueba solicitada.
 Muestras que no cumplan con el volumen mínimo para su procesamiento o no guarden la
proporción anticoagulante/sangre.
 Muestras sin el medio de trasporte adecuado.
 Muestras recogidas en tubos erróneos.
 Muestras hemolizadas.
 Muestras de orinas mezcladas con materia fecal.
 Muestras coaguladas.
 Muestras tomadas de catéter donde recibe tratamiento o del mismo brazo o zona donde
recibe tratamiento.

ACCIONES FRENTE A LAS SOLICITUDES Y/O DE LAS MUESTRAS
CRITERIOS DE RECHAZO DE MUESTRAS:

1. Si las solicitudes y las muestras no cumplen con los requisitos mínimos indispensables
para su correcto procedimiento, el laboratorio debe aclarar las discrepancias con la
persona que las envió.

2. El asistente de laboratorio deberá registrar en el libro respectivo, el caso sucedido hora,
fecha y servicio al cual se devolvieron las muestras.

3. Discrepancias entre la identificación del paciente que figura en la solicitud del examen,
será motivo de rechazo, en este caso se procederá de la misma manera que en el punto 2.

4. Para las muestras de cantidad insuficiente donde no se le pueden realizar los exámenes,
se debe solicitar muestra adicional, si no es posible establecer prioridades de
procesamiento en acuerdo con el médico tratante, colocar nota en el libro de recepción y
el resultado.

ENTREGA DE RESULTADOS.

 La entrega de resultados de la prueba se realiza en recepción del servicio de laboratorio.
 Se debe ser cuidadoso de no confundir resultados, sobre todo cuando los nombres son
similares, para eso se coloca edad, sexo y número de cédula del paciente.
 También si es un caso de urgencia se pueden entregar al médico tratante, a la enfermera
a cargo para que lo incorporen a la historia clínica y tomar las conductas necesarias.

 En el momento de extracción se informa el tiempo de entrega de los resultados ya que
depende del tipo de prueba solicitada.

 Horario de entrega de resultado de exámenes de urgencias y hospitalizados.

 Estos resultados será entregados por el camillero de turno y su nombre será registrado en
el libro de recepción de las muestras en el momento de la entrega.

MISCELÁNEOS

ABREVIATURAS MAS USADAS EN EL LABORATORIO CLÍNICO

ACP- Fosfatasa ácida
ACTH- Hormona adrenocorticotropa o corticotropina
ADA- Adenosín-deaminasa
ADH- Hormona antidiurética
AFP- Alfafetoproteína
AINE- Antiinflamatorio no esteroideo
ALP- Fosfatasa alcalina
ALS- Aldolasa
APTT- Tiempo parcial de tromboplastina activada
AST- Aspartato aminotransferasa
BUN- Balance ureico nitrogenado
CEA- Antígeno carcinoembrionario
CPK o CK- Creatín-fosfo-quinasa
CRH- Hormona liberadora de corticotropina
DHEA- Dehidroepiandrosterona
DMID- Diabetes mellitus insulino-dependiente
DMNID- Diabetes mellitus no insulino-dependiente
DTP- Difteria-tétanos-tos ferina
ECG- Electrocardiograma
EEG- Electroencefalograma
FDA- Food and Drug Administration
FOD- Fiebre de origen desconocido
FR- Factor reumatoide
FSH- Hormona foliculoestimulante
GGT- Gammaglutamil-transpeptidasa o transferasa
GH- Hormona de crecimiento
GOT- Glutámico-oxalacético-transaminasa o aspartato-amino-transferasa
ALT- Glutámico-pirúvico-transaminasa o alanín-amino-transferasa
GST- Glutation-S-transferasa
G6PD- Glucosa-6-fosfato-deshidrogenasa
ß-HCG- Gonadotrofina coriónica humana
HCM- Hemoglobina corpuscular media
HLA- Complejo principal de histocompatibilidad humano
HTA- Hipertensión arterial
IECA- Inhibidor de la enzima de conversión de la angiotensina
Ig- Inmunoglobulina
i.m.- Intramuscular
i.v.- Intravenoso

IMAO- Inhibidores de la monoaminooxidasa
LCR- Líquido cefalorraquídeo
LDH- Lactato deshidrogenasa
LH- Hormona luteinizante
LHRH- Hormona liberadora de hormona luteinizante
MAO- Monoaminooxidasa
MHPG- 3-Metoxi-4-hidroxifenilglicol
NSE- Enolasa específica neuronal
OMS- Organización Mundial de la Salud
ORL- Otorrinolaringólogo
PaCO2- Presión parcial de CO2
PaO2- Presión parcial de O2
PAO2- Presión alveolar de O2
PAP- Fosfatasa ácida prostática
PK- Piruvato-quinasa
PM- Peso molecular
PPD- Purified protein derivative. Tuberculina.
PSA- Antígeno prostático específico
PTH- Hormona paratiroidea
RCP- Reanimación cardiopulomnar.
s.c.- Subcutáneo
SCC- Carcinoma de células escamosas
SIDA- Síndrome de inmunodeficiencia adquirida
SNC- Sistema nervioso central
TAC- Tomografía axial computadorizada
TBG- Tiroglobulina
TBPA- Prealbúmina tiroligante
TPA- Antígeno polipeptídico tisular
TRH- Hormona liberadora de tirotropina
TSH- Hormona estimulante del tiroides o tirotropina
T3- Triyodotironina
T4- Tiroxina
UI- Unidades internacionales
VCM- Volumen corpuscular medio

MÉTODOS EN HECES

MÉTODOS CUANTITATIVOS: son aquellos en los cuales se hace el contaje de los huevos en
las heces, permitiendo así valorar la intensidad del parasitismo. Son pocos utilizados, los
mas utilizados son Stool-Hausher y Kato-Katz.

MÉTODOS CUALITATIVOS: son los mas utilizados, demostrando la presencia del helminto
sin cuantificarla. Muchas veces es necesario concentrar la muestra debido a la escasez
de parásitos.

Sedimentación espontánea- Método de Hoffmann, Método de Lutz, permiten
concentrar huevos y larvas de helmintos.

Sedimentación por centrifugación-Metodo de Ritchie, MIFC, usados para concentrar
huevos y larvas de helmintos.

Flotación- Método de Willis, Faust, permite la detección de huevos livianos
(ancilostomideos).

Concentración de larvas de helmintos- Por migración activa, debido a
higrotropismo y termotropismo positivo.-Metodo de Baerman y Método de
Rugai, para la búsqueda de Strongyloides stercoralis.

Examen directo al fresco.

a) Colocar dos o tres gotas salina a 0,85% en una lámina de microscopio.

b) Tomar con la punta de un aplicador una pequeña porción de heces en varios puntos de
las heces, SOBRE TODO EN DONDE SE OBSERVE MOCO O SANGRE( mayor probabilidad
de encontrar los parásitos), hasta alcanzar un tamaño final de un grano de arroz.

c) Homogeneizar la muestra en la gota de salina con la ayuda del aplicador, colocarle
un cubreobjeto y examinar con objetivo de 10X y/o 40X. La espesura de la muestra no debe
impedir el pasaje de luz.

Coloración rápida.

Proceda como en el ítem anterior sustituyendo la salina por una gota de Lugol y prepare
la muestra como en el ítem anterior.

Método de concentración por flotación de Willis.

Recomendado especialmente para la investigación de Geo-helmintos. Consiste en preparar el
material fecal con Solución saturada de ClNa. Los Huevos de helmintos de peso específico
menor que la solución saturada de ClNa tienden a subir y adherirse a una lámina colocada en
contacto con la superficie del líquido.

Reactivo: Solución saturada de ClNa.

Técnica:

1. Tomar 1 gr aproximadamente de materia fecal.

2. Colocar la muestra en un recipiente pequeño de boca ancha o la misma tapa de la
caja para recolectar las heces y mezclar con la solución saturada de ClNa con la ayuda
de un palillo.

3. Trate de llenar completamente el recipiente con la solución, mezcle.

4. Cúbralo con un porta objeto limpio, de manera que el líquido haga contacto con la
lámina. Si es necesario coloque mas solución.

5. Esperar 5-10 minutos.

6. En ese lapso, los huevos de helmintos, cuyo peso específico es menor que el de la
solución, flotarán y quedarán adheridos a la cara del porta objeto en contacto con la
mezcla.

7. Retirar el porta objeto e invertirlo rápidamente para evitar pérdida de material.

8. Examinar al microscopio inmediatamente.

9. Reporte sus resultados en la ficha. Discútalos con sus compañeros, ventajas y
desventajas del método.

Este método es de alta sensibilidad en el diagnóstico de huevos livianos de helmintos: A.
duodenale, N. americanus, A. lumbricoides, H. nana. No indicado en la búsqueda de huevos
pesados ni de larvas.

Método de concentración-Flotación de Faust.

Este método se utiliza solución de Zn, cuya densidad específica es de 1.180 (33%), que
conforma un medio de densidad más alta que la de los huevos: Necator 1.055, Tricocéfalo
1.150, Ascaris fértil 1.110 y facilita que los huevos livianos de estos helmintos, con menor peso
específico que la solución, se concentren y floten.

La concentración adecuada aconsejada es la que usa como reactivo una solución acuosa de
sulfato Zn al 33% con una densidad al 1.180. El agua utilizada diluye y lava la materia fecal. El
filtrado con gasa doblada y evita que los detritos gruesos traspasen las paredes, la
centrifugación enriquece en delgada película la superficie del líquido centrifugado con los
huevos livianos de algunos helmintos.

Técnica:

1) Mezclar bien una porción de materia fecal para preparar una superficie en 10 partes
de agua destilada.

2) Filtrar la suspensión a través de una gasa doblada en cuatro, sobre un tubo de
centrífuga, ayudándose con un embudo pequeño.

3) Centrifugar el filtrado a 2500 rpm por 1 min.

4) Decantar el líquido sobrenadante y completar con agua hasta igualar la medida
anterior, centrifugar nuevamente . Resuspender el sedimento.

5) Repetir el procedimiento 2 veces hasta que el líquido sobrenadante este listo.

6) Decantar nuevamente el líquido sobrenadante reemplazándolo por igual cantidad
de solución de sulfato de Zn al 33%. Mezclar bien la solución con el sedimento.
Centrifugar durante 1 minuto a 1500 rpm.

7) Tomar 3-4 gotas de las partículas que flotan en la superficie del líquido. Colocarlos
en un porta-objeto y mezclarla con 1-2 gotas de lugol, colocar cubre-objeto.

8) Examinar al microscopio y reporte sus resultados.

Método indicado para el diagnóstico de huevos livianos de helmintos (Necator, tricocéfalos,
ascaris, H. nana).

Metodo de Kato.

Reactivos:

Solución de Kato:

Glicerina 500 ml

H20 destilada 450 ml

Verde de malaquita 3% 6 ml

Completar hasta 1000 ml con H20 destilada.

Material:

Papel celofán humedecible

Frasco ámbar

Procedimiento: Se corta el papel celofán en pequeños rectángulos de 25X40mm. En un frasco
ámbar se coloca la solución de Kato, se introducen los cortes de celofán. Se depositan por un
tiempo mínimo de 24 horas antes de ser usados.

Técnica:

1) Colocar en porta-objeto 60-70 mg de heces (±grano de arroz).

2) Tomar un trozo de papel celofán humedecido en solución de Kato y se escurre en papel
absorbente para quitar el exceso.

3) Invertir la preparación sobre la superficie plana y hacerle presión con el dedo, hasta que la
muestra se extienda hasta 20-25 mm que no salga de los bordes del papel.

4) Secar y clarificar a temperatura ambiente 30-45 minutos ó con una lámpara de 50W a una
distancia de 20-30 cm por 15 minutos.

5) Examinar y reportar sus resultados.

Ventajas del método:

a) Permite el despistaje de varios parásitos en una misma muestra.

b) Puede ser aplicado con facilidad en el medio rural.

c) Es de bajo costo.

d) Facilidad el contaje de huevos de S. mansoni y de infecciones moderadas de algunos otros
helmintos.

Desventajas:

a) Está contraindicado en muestras verdaderamente diarreicas.

b) No es recomendable en el despistaje de larvas de S. stercoralis, se tornan invisibles debido
a la clarificación que hace la glicerina.

Kato cuantitativo

Es una técnica para cuantificar la intensidad parasitaria en 1 gr de heces y se procede
semejantemente a la Técnica de Kato.

a) Se pesa 50 mg de heces. Esto indica que la Técnica se fundamenta en diagnosticar la
veinteava parte de ml ( 1gr), por lo tanto, para conocer la carga parasitaria de un gramo de
hece de un paciente, bastaría solamente multiplicar la cantidad de huevos logrados en 50
mg por 20.

Grados de infestación de acuerdo con el recuento de huevos:

__________________________________________________________________

Grado huevos/gr. De heces # de helmintos.

__________________________________________________________________

1 Infestaciones leves menos de 2600

2 Infestaciones moderadas 2600 a 12559

3 Infestaciones intensas 12600 a 25599

4 Infestaciones muy intensas más de 2600

Indicaciones:

El recuento de huevos en heces está indicado fundamentalmente en anquilostomiasis, pero
también pueden hacerse en ascariasis y tricuriasis. En estos casos, el número de huevos por
gramo de heces deberá dividirse entre 1000 y entre 120, respectivamente, para obtener el
número total de gusanos. El recuento de huevos de Enterobius vermicularis, Schistosoma
mansoni, Taenia, hymenolepis nana o diminuta y de larvas de Strongyloides stercoralis, no
permite evaluar el grado de parasitismo, porque estos helmintos no tienen la luz del intestino
como sitio normal de ovipostura.

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