Rendimiento de biomasa y lípidos de Tetraselmis suecica con efluentes de embarcaciones

UNIVERSIDAD NACIONAL DEL SANTA
FACULTAD DE CIENCIAS
ESCUELA ACADÉMICO PROFESIONAL DE BIOLOGÍA EN ACUICULTURA
RENDIMIENTO DE BIOMASA Y CONTENIDO DE LÍPIDOS DE
Tetraselmis suecica UTILIZANDO DIFERENTES
CONCENTRACIONES DE EFLUENTES DE BODEGAS DE
EMBARCACIONES ANCHOVETERAS INDUSTRIALES EN
CONDICIONES DE LABORATORIO
TESIS PARA OPTAR EL TÍTULO DE BIÓLOGO ACUICULTOR
AUTORES:
BACH. JOSÉ ARTURO GONZÁLEZ FERRER
BACH. LINCOL ROLLER POLO BORDONABE
ASESOR:
BLGO. PESQ. JUAN FERNANDO MERINO MOYA M.SC.
NUEVO CHIMBOTE - 2013

ÍNDICE DE CONTENIDOS
ÍNDICE DE CONTENIDOS ................................................................................ iv
DEDICATORIA .................................................................................................. vi
AGRADECIMIENTOS ....................................................................................... vii
ÍNDICE DE TABLAS ........................................................................................ viii
ÍNDICE DE FIGURAS ........................................................................................ ix
RESUMEN .......................................................................................................... x
ABSTRACT ........................................................................................................ xi
I. INTRODUCCIÓN ............................................................................................ 1
Objetivo General ........................................................................................... 5
Objetivos Específicos .................................................................................... 5
Hipótesis ....................................................................................................... 5
II. MATERIALES Y MÉTODOS .......................................................................... 6
2.1. Localización del experimento ...................................................................... 6
2.2. Material experimental .................................................................................. 6
2.2.1. Material biológico .................................................................................. 6
2.2.2. Tratamiento del agua de cultivo ............................................................ 6
2.2.3. Preparación de los inóculos de T. suecica ............................................ 6
2.3. Preparación de los medios de cultivo .......................................................... 7
2.3.1. Medio Guillard f/2 .................................................................................. 7
2.3.2. Preparación del medio de cultivo con efluentes de las cámaras no
refrigeradas de las embarcaciones anchoveteras .......................................... 7
2.4. Acondicionamiento de las unidades experimentales ................................... 8
2.5. Determinación del crecimiento poblacional de T. Suecica .........................10
2.6. Determinación de la biomasa de T. suecica...............................................11
2.7. Determinación de los lípidoS de T. suecica ...............................................11
2.8. Análisis estadístico de los datos ................................................................15
III. RESULTADOS .............................................................................................16
3.1. Parámetros ambientales del cultivo de T. suecica .....................................16
3.1.1. Temperatura ........................................................................................16
3.1.2. pH .......................................................................................................17
3.2. Crecimiento poblacional de T. suecica .......................................................18
3.2.1. Curvas de crecimiento poblacional ......................................................18
iv

3.2.2. Tasa de crecimiento y tiempo de duplicación poblacional ...................20
3.3. Contenido de lípidos en T. suecica ............................................................21
3.4. Rendimiento de biomasa total y lípidos en T. suecica ...............................22
IV. DISCUSIÓN .................................................................................................26
V. CONCLUSIONES .........................................................................................33
VI. RECOMENDACIONES ................................................................................34
VII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ...........................................................35
VIII. ANEXOS ....................................................................................................42
v

DEDICATORIA
Con todo mi cariño y amor para todas las
personas que hicieron todo en la vida para que
pudiera lograr mis sueños, especialmente a mis
abuelitos Rosario y Faustina, que me vieron como
su hijo, motivándome y dándome la mano cuando
sentía que el camino se me terminaba, a ustedes
por siempre mi corazón y mi agradecimiento.
vi
Lincol
Dedico este esfuerzo a nuestro supremo creador,
nuestro señor Jehová por aceptarme en su camino,
por no desampararme en ningún momento, por
darme las fuerzas para perseverar y seguir
adelante, porque cuando el mundo me dijo que no
Él me dijo que sí, que mis anhelos se realizarían y
por bendecir mi vida y la de aquellos que amo. Hoy
doy testimonio que ÉL es fiel y su promesa eterna.
Gracias Señor.
Arturo

AGRADECIMIENTOS
Agradezco a mis padres, hermanos y demás familiares, especialmente a mi
abuelita Faustina que Dios la tenga en su gloria, quien me apoyó
incondicionalmente y me enseñó como sobresalir adelante.
A tu paciencia y comprensión, preferiste sacrificar tu tiempo para que yo pudiera
cumplir con el mío. Por tu bondad y sacrificio me inspiraste a ser mejor para ti.
Ahora puedo decir que esta tesis lleva mucho de ti. Gracias por estar siempre a
mi lado, te amo Sheila.
vii
Lincol
Agradezco a mi familia especialmente a mi mamita Berthita por su sacrificio y
entrega gracias a lo cual pude estudiar aún a costa de postergar sus propios
sueños para que cumpliera los míos, a mi hermanita Celia por su apoyo y
motivación y a mis hermanos José Luis y Antarqui por su cariño. Los amo.
También necesito agradecer de manera muy especial a aquella personita que
siempre está a mi lado en las buenas y malas aconsejándome, apoyándome y
entregándome su amor incondicional en cada momento, gracias Andreita linda,
mi esposita, gracias por ser como eres, por llenar mi vida de ilusión y ternura,
haciéndome comprender que el amor es la fuerza más poderosa sobre la Tierra
y por ser testimonio vivo de la promesa de Dios siendo siempre la ayuda idónea
que ÉL prometió para mí, siendo ese ángel que siempre acampa alrededor de
mi para ayudarme a vencer . Te amo.
Arturo
Agradecemos a nuestros profesores de la Universidad Nacional del Santa, por
sus enseñanzas y consejos, en especial a nuestro asesor el Prof. Juan Fernando
Merino Moya por sus enseñanzas, amistad y apoyo incondicional en cada
momento; a nuestros compañeros y amigos.

ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Composición química del medio de cultivo Guillard f/2. ....................... 7
Tabla 2. Tratamientos utilizados en los cultivos de T. suecica .......................... 9
Tabla 3. Valores de las concentraciones de los principales parámetros de los
efluentes de las embarcaciones anchoveteras industriales ..............................10
Tabla 4. Tasa de crecimiento (μ) y Tiempo de duplicación diaria (TD) poblacional
de T. suecica en los tratamientos cultivados con medio de cultivo EEA y Guillard
f/2 (control). .......................................................................................................20
Tabla 5. Rendimiento en biomasa total y de lípidos de T. suecica, en los
tratamientos cultivados con 2 y 5 % de EEA. ....................................................23
Tabla 6. Rendimiento en biomasa total y de lípidos de T. suecica en relación a
la dosificación de EEA, en los tratamientos cultivados con 2 y 5 % de EEA. ....24
viii

ÍNDICE DE FIGURAS
Fig. 1. Flujo de la preparación de los efluentes como medio para el cultivo de T.
suecica. .............................................................................................................. 8
Fig. 2. Unidades experimentales al inicio del experimento de los cultivos
microalgales de T. suecica. ................................................................................ 9
Fig. 3. Flujograma para determinar los lípidos totales de T. suecica en todos los
tratamientos. Metodología de Blight & Dyer (1959) y Marsh & Weinsteinn (1966)..
..........................................................................................................................13
Fig. 4. Curvas de calibración para la determinación de lípidos en T. suecica ..14
Fig. 5. Variación de la temperatura promedio (°C) en los cultivos de T. suecica
de los tratamientos con medio EEA y Guillard f/2 (control). ..............................16
Fig. 6. Variación del pH promedio en los cultivos de T. suecica de los
tratamientos con medio EEA y Guillard f/2 (control). .........................................17
Fig. 7. Variación de la densidad poblacional (x106 cél. mL-1) en los cultivos de T.
suecica de los tratamientos con medio EEA y Guillard f/2 (control). .................19
Fig. 8. Unidades experimentales al quinto día de cultivo de T. suecica en los
tratamientos con medio EEA y Guillard f/2 (control). .........................................21
Fig. 9. Contenido de lípidos en porcentaje de T. suecica en los tratamientos con
medio de cultivo EEA y Guillard f/2 (control). ....................................................22
Fig. 10. Rendimiento de biomasa total y lípidos de T. suecica en los tratamientos
dosificados con EEA .........................................................................................23
Fig. 11. Rendimiento de biomasa total y de lípidos en relación a la dosificación
de EEA para T. suecica en los tratamientos con medio de cultivo EEA. ...........24
ix

RESUMEN
El presente estudio tuvo como objetivos, determinar el rendimiento de biomasa
y el contenido de lípidos de Tetraselmis suecica, utilizando concentraciones de
1, 2 y 5 % de efluentes de bodegas de embarcaciones anchoveteras industriales
(EEA). Las mayores densidades poblacionales de T. suecica al quinto día se
obtuvieron con 2 y 5 % de EEA con 2,65 y 2,78 x106 cél. mL-1, respectivamente.
El mayor contenido en porcentaje de lípidos para T. suecica al quinto día de
cultivo, se obtuvo en el tratamiento dosificado con 1 % de EEA con 26,73 %,
mientras que los mayores rendimientos en biomasa de lípidos, se obtuvieron en
los tratamientos dosificados con 2 y 5 % de EEA, con 133,1 y 140,6 mg L-1,
respectivamente. Asimismo, los mayores valores de velocidad de crecimiento (μ)
para T. suecica al quinto día se obtuvieron con 2 y 5 % de EEA con 0,54 y 0,55
día-1, respectivamente. Comparando el rendimiento de biomasa total (BT) y
lípidos (BL) entre los tratamientos con 2 y 5 % de EEA, el dosificado con 2 % de
EEA presentó un mayor rendimiento para BT y BL con 28,47 y 6,65 g / L de EEA,
respectivamente; mientras que con 5 % de EEA, se obtuvieron 12,14 y 2,81 g /
L de EEA, para BT y BL, respectivamente. Se concluye que el mejor tratamiento
para el rendimiento de biomasa y contenido de lípidos fue obtenido con 2 % de
EEA.
Palabras Clave: Tetraselmis suecica, efluentes, biomasa, lípidos.
x

ABSTRACT
This study aimed, determine biomass yield and lipid content of Tetraselmis
suecica, using concentrations of 1, 2 and 5 % of effluents from industrial
anchoveteras vessel holds (EAV). The highest population densities of T. suecica
on the fifth day were obtained with 2 and 5 % of EAV with 2,65 and 2,78 x106 cel.
mL-1, respectively. The higher percentage of lipid content for T. suecica the fifth
day of culture, was obtained dosed treatment with 1 % of EAV with 26,73%, while
the highest lipid biomass yields were obtained in treatments dosed with 2 and 5
% of EAV, with 133,1 and 140,6 mg L-1, respectively. The highest values of μ for
T. suecica on the fifth day were obtained with 2 and 5 % of EAV with 0,54 and
0,55 day-1, respectively. Comparing the yield of total biomass (TB) and lipids (LB)
between treatments with 2 and 5 % of EAV, the dosed with 2 % of EAV showed
higher performance for TB and LB with 28,47 and 6,65 g / L of EAV, respectively;
while 5 % of EAV, were obtained 12,14 and 2,81 g / L of EAV, for BT and BL,
respectively. It is concluded that the best treatment for biomass yield and lipid
content with 2 % of EAV.
Key Words: Tetraselmis suecica, effluents, biomass, lipids.
xi

I. INTRODUCCIÓN
Las microalgas son utilizadas desde mucho tiempo atrás en la alimentación
humana y animal así como, para las investigaciones genéticas, morfológicas,
fisiológicas, nutricionales y bioquímicas (Blanco, 1991; Alveal et al., 1995;
Bertoldo et al., 2006). También, son consideradas alimentos funcionales capaces
de elevar el contenido nutricional de los alimentos tradicionales y mejorar la salud
de animales y humanos, debido a que contienen cantidades apreciables de
proteínas, vitaminas y ácidos grasos poliinsaturados (Quevedo et al., 2008).
Las microalgas también son utilizadas eficientemente en el tratamiento de las
aguas residuales (Romero et al., 2009) considerándose de gran importancia a
nivel mundial para la disponibilidad de agua de calidad y en cantidad suficiente
a fin de mejorar del ambiente, la salud y la calidad de vida, asimismo, por su alta
sensibilidad a los efluentes industriales, pueden ser utilizados como indicadores
biológicos de contaminación respecto a la calidad de las aguas (Gómez &
Ramírez, 2004).
Tetraselmis suecica es una microalga marina unicelular de color verde, con
forma oval y 4 flagelos isodinámicos (Ulloa, 2011), presenta un tamaño celular
con alrededor de 10 um de diámetro (Morineau et al., 2001), la misma que puede
utilizar diferentes fuentes nitrogenadas inorgánicas como urea, fosfato
diamónico, nitratos, nitritos, etc.; aunque en cultivos heterotróficos utilizando
residuos orgánicos, puede metabolizar diversos aminoácidos y vitaminas
produciendo cambios importantes en su crecimiento y composición bioquímica
(Merino et al., 2003).
Cuando se utilizan aguas residuales en el cultivo de microalgas, es
recomendable, según Silva (2008), realizar un tratamiento preliminar conducente
a mejorar la disponibilidad de la materia orgánica y todos los sólidos
suspendidos, a la vez que se disminuye una posible interferencia por la carga
bacteriana.
1

En el departamento de Ancash, la industria pesquera es una de las principales
actividades que genera ingentes cantidades de desechos sólidos y líquidos cuyo
destino final es el ambiente marino aledaño a las costa de la provincia del Santa.
Según información extraoficial se estima en miles de toneladas de desechos que
se generan cada año (considerando que se produce de 0,05 a 2 TM de sanguaza
por TM de pescado crudo) (Cabrera, 2002; TASA, 2013).
En la ciudad de Chimbote, por la gran riqueza de su ambiente marino, funcionan
gran número de fábricas pesqueras produciendo harina y aceite de pescado
aprovechando las alta productividad de sus aguas que sustentan la pesquería
de Engraulis ringens. Por las características de consistencia, tamaño y
almacenamiento de estos peces en las bodegas de embarcaciones
anchoveteras se producen inevitablemente líquidos orgánicos constituidos de
sangre, escamas, vísceras y agua marina de faena, que al verterse en el mar
ocasionarán problemas de contaminación.
El abastecimiento de anchoveta, materia prima de la industria pesquera, generan
continuamente residuos líquidos susceptibles de ser aprovechado en la
producción de biomasa microalgal que al minimizar la contaminación marina
sería una interesante alternativa de solución a los problemas derivados de la
contaminación ambiental. Por otro lado, la producción de T. suecica, mediante la
utilización de los desechos líquidos de las bodegas en las embarcaciones
anchoveteras implicaría la producción económica de biomasa microalgal
conjuntamente con la reducción de impactos ambientales negativos (Fábregas
et al., 1984; Cano & Pisfil, 2007; Gómez et al., 2008), y la generación de
sustancias químicas (proteínas, pigmentos, lípidos, etc.) de interés económico y
gran demanda.
Por su nutrición heterotrófica, T. suecica aprovecha eficientemente los
nutrientes, orgánicos e inorgánicos, presentes en las aguas residuales de las
bodegas de las embarcaciones pesqueras posibilitando la obtención de biomasa
microalgal y lípidos, asimismo, permitirá reducir los efectos negativos de la
contaminación que actualmente ocasionan los vertidos directos al mar. Por
ejemplo ensayos realizados por Romero (2011) cultivando la microalga Chlorella
2

sp. con residuos industriales líquidos orgánicos pesqueros logran disminuir la
demanda bioquímica de oxígeno (DBO) hasta un 85 % sin separar la microalga,
y separando esta última se removió hasta un 95 %, ambos comparados con el
control que no contenía Chlorella sp.
Méndez et al. (2010), estudiaron la creciente problemática del tratamiento de
aguas residuales y su posible reuso mediante ensayos de biorremediación
utilizando la clorofita Scenedesmus quadricauda en efluentes cloacales diluidos
al 25, 50 y 75 % y cuyos resultados demuestran una disminución respecto al
valor inicial del amoníaco (63,7 mg L-1), nitrato (2,5 mg L-1), fosfato (16,725 mg
L-1), fósforo total (5,464 mg L-1), del orden de 94, 40, 94 y 94 %, respectivamente;
del mismo modo los sulfuros disminuyeron un 99% respecto al valor inicial (1,645
mg L-1) del agua residual, asimismo la DBO disminuyó de 236 a 31 mg L-1 al
finalizar el ensayo (remoción de 86,8 % respecto al inicial), confirmando que una
microalga tiene la efectividad en la remoción de nutrientes en aguas residuales
de naturaleza orgánica. También se ha demostrado, según Zhang (2012), la
efectividad de Chlorella para eliminar completamente el amonio y fostatos
presentes en los efluentes domésticos secundarios.
Silva et al. (2011), trabajaron concentraciones de sanguaza entre el 2 y 9 % como
medio de cultivo para T. suecica, encontrando que un 3,5 % y 4,56 % presentan
los crecimientos máximos. Lo que sirve de base al presente trabajo que por
ensayos previos entre 2 y 20 % de efluentes de las bodegas de las
embarcaciones pesqueras, se obtienen los mejores crecimientos en un rango de
2 y 5 %, de efluentes, siendo desestimado concentraciones superiores a este
rango, sobre todo por la alta producción de espuma dado su alto contenido de
proteínas (3,71 %) y sólidos totales (8,74 %).
Los lípidos se encuentran presentes en la biomasa de las células microalgales,
y su composición puede ser regulada mediante la adición o restricción de
algunos componentes como el nitrógeno en el medio de cultivo (Alsull & Wan,
2012). El contenido de lípidos en las microalgas puede variar desde 1 % hasta
90 % del peso seco, dependiendo de la especie y de las condiciones de cultivo
y cuando estas se someten a condiciones de estrés impuestas por estímulos
3

químicos o físicos, ocurre síntesis y acumulación de grandes cantidades de
triglicéridos, acompañada por considerables alteraciones en la composición de
los lípidos y ácidos grasos.
Actualmente existe gran interés en producir biomasa microalgal para la
obtención de biocombustible a fin de paliar la alta demanda energética mundial
agravada por el agotamiento de los combustibles fósiles, por lo que las
microalgas son una excelente alternativa por no competir con los cultivos
tradicionales, fuente actual de alimentos para la humanidad (Donohue & Codgell,
2006; Meng et al., 2009; Rodolfi et al., 2009). Es así que la microalga T. suecica
es una clorofita marina capacitada para crecer exitosamente en diferentes
medios de cultivo y metabolizar diversas fuentes nitrogenadas orgánicas e
inorgánicas (Fernández & Paredes, 2006; Ipanaqué & Paredes, 2010).
Las microalgas con elevadas productividades lipídicas son deseables para la
elaboración de biodiesel como lo es T. suecica, razón por la cual la cantidad de
lípidos contenidos en la biomasa y la velocidad de crecimiento, son parámetros
relevantes para su selección (Chisti, 2007; Rosenberg et al., 2008), En base a
los ensayos realizados con residuos pesqueros (Fernández & Paredes, 2007) la
utilización de los residuos de las bodegas de embarcaciones pesqueras en la
producción de biomasa permitiría transformar eficientemente tales residuos en
biomasa microalgal y lípidos. Por lo que consideramos que la biotransformación
de los efluentes líquidos de las bodegas de embarcaciones anchoveteras
industriales en biomasa microalgal reducirá la contaminación marina y el
desarrollo de una nueva metodología para la producción de microalgas, lo que
justifica plenamente la ejecución del presente trabajo.
La producción masiva de T. suecica mediante el uso de medio de cultivos
alternativos formulados en base a sustancias residuales pesqueras o de las
bodegas de embarcaciones anchoveteras permitirá disminuir los costos de
producción y mitigar el impacto negativo en el ambiente acuático de tales
residuos. Adicionalmente, T. suecica representa importante microalga para la
producción de biodiesel por su alto contenido de lípidos, alta productividad
celular y facilidad de su cultivo en diversos sistemas (Rodolfi et al., 2009).
4

La importancia del presente trabajo de investigación radica en la
biotransformación de los efluentes pesqueros en biomasa microalgal de T.
suecica susceptible de ser utilizado para diversos fines (alimento,
biocombustible, etc.) que a la vez de reducir la contaminación del ambiente
marino mediante el reciclaje a los desechos posibilita el desarrollo de nuevas
metodologías en la producción de microalgas.
Por tales motivos se plantea el siguiente problema ¿Cuál es el rendimiento de
biomasa y contenido de lípidos de Tetraselmis suecica utilizando diferentes
concentraciones de efluentes de bodegas de embarcaciones anchoveteras
industriales en condiciones de laboratorio?
El objetivo general fue evaluar el rendimiento de biomasa y contenido de lípidos
de Tetraselmis suecica utilizando diferentes concentraciones de efluentes de
bodegas de embarcaciones anchoveteras industriales en condiciones de
laboratorio.
A su vez, se plantearon los siguientes objetivos específicos: 1) Determinar el
rendimiento de biomasa y velocidad de crecimiento de T. suecica utilizando
diferentes concentraciones de efluentes de bodegas de embarcaciones
anchoveteras industriales (EEA) en condiciones de laboratorio; y 2) Determinar
el contenido de lípidos de T. suecica utilizando diferentes concentraciones de
EEA en condiciones de laboratorio.
Se planteó la hipótesis, Si utilizamos concentraciones de 1, 2 y 5 % de efluentes
de bodegas de embarcaciones anchoveteras industriales (EEA) se obtendrá
mayor rendimiento de biomasa y contenido de lípidos de Tetraselmis suecica con
la concentración de 2 % de EEA.
5

II. MATERIALES Y MÉTODOS
2.1. Localización del experimento
El trabajo experimental fue realizado en el Laboratorio de Evaluación de
Recursos Acuáticos y Cultivos de Especies Auxiliares de la Facultad de Ciencias,
Universidad Nacional del Santa, Nuevo Chimbote, Perú.
6
2.2. Material experimental
2.2.1. Material biológico
La microalga T. suecica fue obtenida del Laboratorio de Evaluación de
Recursos Acuáticos y Cultivos de Especies Auxiliares de la Facultad de
Ciencias en la Universidad Nacional del Santa, los que se mantuvieron en
suspensión con medio Guillard f/2 en tubos de ensayo de 20 mL e
iluminados con un fluorescente de 40 w, con agitación diaria.
2.2.2. Tratamiento del agua de cultivo
El agua de mar utilizada para las diluciones en el cultivo procedió de la
playa “El Dorado” ubicada en la bahía de Samanco (09º 12’ S y 78º 30’
W), distrito de Nuevo Chimbote, Perú. Se transportó en dos recipientes de
100 L cada uno. Una vez en el laboratorio, el agua de mar se dejó
sedimentar por 48 h y se filtró a 10 μm con malla de Nytal, seguido se
agregó 1 mL de hipoclorito de sodio (5,25 %) por 1 L de agua de mar
dejándolo actuar por 24 h. Después se neutralizó con tiosulfato de sodio
al 15 % a razón de 1 mL por 1 L de agua de mar y se colocó abundante
aireación (5 L min-1) por espacio de 1 h para eliminar el cloro residual.
2.2.3. Preparación de los inóculos de T. suecica
Los inóculos microalgales fueron preparados en matraces de 250 mL (100
mL volumen efectivo de cultivo), utilizando agua de mar esterilizada para
el medio Guillard f/2. Estos inóculos de T. suecica se mantuvieron por 5
días con iluminación constante (2000 lux) y agitados manualmente dos
veces al día. Luego se llevaron a matraces con un volumen efectivo de
600 mL con iluminación (2000 lux) y aireación constante (50 mL min-1) los
que sirvieron como inóculos para iniciar la experiencia.

El escalamiento se realizó en la fase de crecimiento exponencial (quinto
día de cultivo) para asegurar que las microalgas se encuentran en su
máximo valor de crecimiento poblacional.
2.3. Preparación de los medios de cultivo
2.3.1. Medio Guillard f/2
El medio de cultivo Guillard f/2 (Tabla 1) que se utilizó para el
mantenimiento de los inóculos de T. suecica y el control con medio
Guillard f/2 durante la experiencia, se preparó según lo propuesto por
Guillard (1975).
Tabla 1. Composición química del medio de cultivo Guillard f/2.
7
COMPUESTO
CONCENTRACIÓN
(mg L-1)
Nutrientes Mayores
NaNO3
NaH2PO4H2O
75,0
5,0
Micronutrientes
Na2EDTA
FeCl3.6H2O
CuSO4.5H2O
ZnSO4.7H2O
CoCl2.6H2O
MnCl2.4H2O
Na2MnO4.2H2O
4,36
3,15
0,01
0,022
0,01
0,18
0,006
Vitaminas
Tiamina
Biotina
Cianocobalamina
0,1
0,5
0,5
2.3.2. Preparación del medio de cultivo con efluentes de las cámaras
no refrigeradas de las embarcaciones anchoveteras
El efluente de bodegas de embarcaciones anchoveteras industriales
(EEA) procedió de tres embarcaciones elegidas al azar, colectado en
recipientes plásticos de 1 L de capacidad cada una y transportado al
Laboratorio de Microbiología y Bioquímica de la Facultad de Ciencias de
la Universidad Nacional del Santa para su mezclado y esterilización en
autoclave por 15 min a 121°C y 15 lb de presión.

Después de la esterilización se realizó las respectivas diluciones (Tabla
2) utilizando agua de mar previamente filtrado con tamiz de 10 um. El pH
de todos los tratamientos fue llevado a 7 mediante la dosificación de
hidróxido de sodio (10 %) o ácido clorhídrico (1 %), según el caso para
subir o bajar el pH, respectivamente (Fig. 1).
Fig. 1. Flujo de la preparación de los efluentes como medio para el cultivo de
T.suecica.
2.4. Acondicionamiento de las unidades experimentales
Se utilizaron 12 botellas plásticas de 3000 mL de volumen total y de 2200 mL de
volumen efectivo de cultivo, iniciándose los cultivos microalgales con un
promedio de 0,18 x106 cél. mL-1 (Fig. 2).
Se empleó el diseño estímulo creciente (Steel &Torrie, 1988), con tres
tratamientos y un grupo control (Guillard f/2), con tres repeticiones cada uno
(Tabla 2).
8
Obtención de
EEA en las
embarcaciones
anchoveteras
Homogenizar el
EEA en una
licuadora y filtrar
a 20 um con malla
de nytal
Autoclavar a 121
°C x 15', licuar y
filtrar con papel
Whatman 41
Realizar las
diluciones según
la Tabla 2
Neutralizar a pH
7, con NaOH o
HCl
Almacenar a 5 °C
en las botellas
hasta el inicio del
experimento

Tabla 2. Tratamientos utilizados en los cultivos de T. suecica.
Tratamientos Especificaciones
Fig. 2. Unidades experimentales al inicio del experimento de los cultivos
microalgales de T. suecica.
Los tratamientos fueron determinados de acuerdo a un cultivo previo en
laboratorio. La composición química del EEA fue analizada, según metodología
de la AOAC (2007) para la humedad, proteínas, lípidos y cenizas, y APHA (2005)
para los sólidos totales, nitratos, nitritos, fosfatos y amonio, cuyos resultados se
muestran en la Tabla 3.
9
T0
Cultivo de T. suecica con medio de cultivo Guillard f/2
(Control).
T1
Cultivo de T. suecica con efluentes de bodegas de
embarcaciones anchoveteras industriales con una
concentración de 1 % de EEA.
T2
T3

Tabla 3. Valores de las concentraciones de los principales parámetros de los
efluentes de las embarcaciones anchoveteras industriales.
PARÁMETROS CONCENTRACIÓN
Humedad (%)* 91,26
Proteínas (%)** 3,71
Lípidos (%)** 0,14
Cenizas (%)* 3,38
Sólidos Totales (g L-1)* 87,44
Nitratos (mg L-1)* 1,52
Nitritos (mg L-1)* 0,02
Fosfatos (mg L-1)* 1,17
Amonio (mg L-1)* 8,23
*Laboratorio de Biología y Ecología de la Universidad Nacional del Santa.
**Laboratorio de Investigación de Productos Agroindustriales de la Escuela de Agroindustrias de la Universidad Nacional del Santa.
Diariamente se registró el pH y la temperatura, haciendo uso de un pHmetro
digital marca Hanna (±0,01 unidades) y un termómetro digital marca Hanna (±0,1
ºC).
La aireación fue constante, provista por un Blower de 1/2 HP y conducida a
través de tubos de PVC, con un flujo de aire de 500 mL min-1. El flujo de aire se
determinó con un flujómetro Cole Parmer (±10 mL min-1).
La iluminación continua fue suministrada con un fluorescente de luz blanca de
40 w y se colocaron a una distancia aproximada de 10 cm de las botellas de
cultivos microalgales, irradiando a una intensidad luminosa promedio de 2100
lux medidos con un luxómetro digital Hanna (±0,1 lux).
2.5. Determinación del crecimiento poblacional de T. suecica
El crecimiento poblacional en los cultivos se determinó por conteos diarios del
número de células en alícuotas por triplicado. Para ello se colocó una muestra
de la suspensión microalgal en una cámara Neubauer con una micropipeta
10

Pasteur para ser observado en un microscopio binocular marca Olympus a un
aumento de 100X.
Se graficaron las curvas de variación de la densidad poblacional, y se
determinaron la velocidad de crecimiento poblacional por día (μ) y el tiempo de
duplicación diaria (TD) al quinto día de cultivo, según Guillard (1975).
11
μ =
ln(푁푓/푁0)
푇푓 − 푇0
푻푫 =
ln (2)
μ
Donde:
N0 y Nf corresponden al número de células por mL al inicio
y al quinto día (T0 y Tf), respectivamente.
2.6. Determinación de la biomasa de T. suecica
Para determinar la biomasa, inicialmente se pesó el papel filtro Whatman N° 42,
se colocó en un embudo Büchner con matraz Kitasato y con ayuda de una bomba
de vacío se filtró 50 mL de suspensión microalgal por cada unidad experimental,
se llevó a la estufa a 60 ºC por 8 h y seguido a una temperatura de 105 ºC por
10 min. Se dejó enfriar en un secador de campana por 1 h y se pesó cada uno
de ellos, utilizando una balanza analítica Hanna. Los datos obtenidos se
reemplazaron en la siguiente fórmula:
Biomasa (mg L-1) = ((P2 – P1) / 50) x 1000
Donde:
P1: Peso inicial (papel) (mg).
P2: Peso final (papel + muestra) (mg).
2.7. Determinación de los lípidos de T. suecica
Cuando los cultivos de T. suecica alcanzaron el final de la fase exponencial (día
5) se procedió a obtener las muestras para el análisis de lípidos.

De cada unidad experimental se centrifugó 10 mL del cultivo microalgal a 10000
rpm por 10 min, eliminándose el sobrenadante y dejando la pasta de microalga
que luego fue secada en estufa a 60 ºC por 3 h.
Para la extracción de lípidos de las muestras secas de microalgas se siguió la
metodología de Blight & Dyer (1959) y la determinación de la concentración de
lípidos según metodología de Marsh & Weinsteinn (1966) (Fig. 3).
A cada una de las muestras centrifugadas secas, se añadió 3 mL de una solución
de metanol:cloroformo (2:1) en tubos de ensayo debidamente rotulados de cada
unidad experimental, se agitó y se mantuvieron en refrigeración a 5 ºC por 24 h
protegidas de la luz.
Luego se adicionó 3 mL de agua destilada a cada tubo de ensayo, se centrifugó
a 10000 rpm durante 10 min; se extrajo la capa superior y se evaporó lo restante
por secado a 80 ºC aproximadamente. Se agregó 2 mL de ácido sulfúrico
concentrado (98 %) y se llevó a calor a una temperatura de 200 ºC por 1 h; luego
se enfrió con agua potable a temperatura ambiente. Posteriormente se realizaron
las lecturas en el espectrofotómetro Turner Barstearnd Internacional con celdas
de cuarzo a una longitud de onda de 375 nm. Las curvas de calibración (Fig. 4)
se efectuaron previamente con Colesterol (A) y aceite de oliva (B) (Olea
europea).
12

Muestra centrifugada (10 mL)
Agregar 3 mL de metanol:cloroformo (2:1)
Dejar reposar por 24 horas a 5 ºC
Centrifugar 10000 rpm por 10 min.
Agregar 3 mL de agua y extraer la capa
superior
Evaporación de gases y secado con calor
Agregar 2 mL de H2SO4 concentrado
Calentar a 200 ºC x 60´
Enfriar a temperatura ambiente
Lectura espectrofotométrica a 375 nm
(longitud de onda)
Fig. 3. Flujograma para determinar los lípidos totales de T. suecica en todos los
tratamientos. Metodología de Blight & Dyer (1959) y Marsh & Weinsteinn (1966).
13

1,0
0,9
0,8
0,6
0,5
0,4
0,3
0,1
Fig. 4. Curvas de calibración para la determinación de lípidos en T. suecica.
Se promediaron las pendientes de las dos ecuaciones de las curvas de
calibración dando como ecuación general para determinar los lípidos (Blight &
Dyer, 1959; Marsh & Weinsteinn, 1966) la siguiente:
퐴푏푠표푟푏푎푛푐푖푎
14
퐿 (%) =
((
1,7256
) 푥 푉 )
푀
푥 100
Donde:
V: Volumen final de muestra analizada (ml).
M: Peso equivalente al peso seco (mg) en 10 mL de cultivo.
Para determinar el contenido de lípidos (LT) en biomasa para cada tratamiento,
se utilizó la siguiente ecuación:
퐿푇 (푚푔 퐿−1) =
퐿 푥 퐵
100
Donde:
L: Porcentaje de lípidos (%).
B: Biomasa seca total por litro (mg).
y = 1,7635x
R² = 0,9982
y = 1,6876x
R² = 0,9934
0,0
0,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5
Absorbancia
Lípidos (mg mL-1)
A
B
Lineal (A)
Lineal (B)

2.8. Análisis estadístico de los datos
Los tratamientos fueron sometidos al análisis de varianza (ANOVA) para
establecer diferencias entre sus promedios. Luego se aplicó la prueba de Tukey
HSD para establecer el mejor promedio. Todos los casos fueron analizados con
un nivel de significancia de 0,05. El tratamiento estadístico fue desarrollado
utilizando los programas, Microsoft Office Excel 2010 y SPSS 20.0 para Microsoft
Windows 7.
15

III. RESULTADOS
3.1. Parámetros ambientales del cultivo de T. suecica
3.1.1. Temperatura
La variación de la temperatura en los cultivos se muestra en la Fig. 5, y
Anexos 1 y 2.
La temperatura de los cultivos de T. suecica en todos los tratamientos
varió entre los 22,1 y 24,3 °C durante el experimento. Los mismos fueron
estadísticamente similares (p>0,05) en cada día de cultivo.
Fig. 5. Variación de la temperatura promedio (°C) en los cultivos de T. suecica
de los tratamientos con medio EEA y Guillard f/2 (control).
16

17
3.1.2. pH
Las variaciones del pH en los cultivos durante el experimento son
mostrados en la Fig. 6, y Anexos 3 y 4.
El pH de los cultivos de T. suecica en todos los tratamientos varió entre
los 7,81 al inicio del experimento, y 9,26 en el cuarto y quinto día de cultivo.
Fig. 6. Variación del pH promedio en los cultivos de T. suecica de los
tratamientos con medio EEA y Guillard f/2 (control).
Al segundo día de cultivo, el valor de pH fue significativamente mayor
(p<0,05) en el control (Guillard f/2) que los dosificados con 1, 2 y 5 % de
EEA con valores de 8,54, 8,24, 8,15 y 8,15, respectivamente.

Para el quinto día de cultivo, los mayores valores significativos (p<0,05)
de pH se encontraron en los dosificados con 1, 2 y 5 % de EEA con valores
de 9,12, 9,19 y 9,12, respectivamente; mientras que el menor valor
(p<0,05) se presentó en el control (Guillard f/2) con 9,02.
Al final del experimento (día 11) los mayores valores promedio
significativos (p<0,05) se presentaron en los cultivados con 2 y 5 % de
EEA con 8,44 y 8,52, respectivamente; y los menores valores
significativos (p<0,05) para este mismo día se presentaron en el control
(Guillard f/2) y 1 % de EEA con 8,14 y 8,13, respectivamente.
3.2. Crecimiento poblacional de T. suecica
3.2.1. Curvas de crecimiento poblacional
En la Fig. 7 y anexos 5 y 6, son presentados las densidades poblacionales
en los cultivos de T. suecica en todos los tratamientos.
Las densidades poblacionales de T. suecica se iniciaron con valores
promedio significativamente similares (p<0,05) en todos los tratamientos
de 0,18 x106 cél. mL-1, y variaron hasta valores promedio máximos de 3,24
x106 cél. mL-1 (día 7) en el tratamiento con 2 % de EEA y 3,61 x106 cél.
mL-1 (día 8) en el tratamiento con 5 % de EEA.
18

Fig. 7. Variación de la densidad poblacional (x106 cél. mL-1) en los cultivos de T.
suecica de los tratamientos con medio EEA y Guillard f/2 (control).
Al tercer día de cultivo, la mayor densidad poblacional significativa
(p<0,05) de T. suecica se observó en el cultivo control (Guillard f/2) con
un valor promedio de 0,94 x106 cél. mL-1, y los menores valores
significativos promedio (p<0,05) se encontraron en los dosificados con 1,
2 y 5 % de EEA con 0,82 x106 cél. mL-1, 0,77 x106 cél. mL-1 y 0,80 x106
cél. mL-1, respectivamente.
En el quinto día de cultivo, los mayores valores significativos (p<0,05) de
las densidades poblacionales promedio de T. suecica se encontraron en
los cultivos dosificados con 2 y 5 % de EEA con 2,65 x106 cél. mL-1 y 2,78
x106 cél. mL-1, respectivamente; mientras que los menores valores
significativos (p<0,05) fueron encontrados en los dosificados con 1 % de
EEA y el control (Guillard f/2) con 2,13 y 2,33 x106 cél. mL-1,
respectivamente.
19

Al final del experimento (día 11) el mayor valor promedio significativo
(p<0,05) de la densidad poblacional de T. suecica se encontró en el cultivo
dosificado con 5 % de EEA con 3,38 x106 cél. mL-1, seguido por el
dosificado con 2 % EEA con un valor de 3,07 x106 cél. mL-1; y el menor
promedio significativo (p<0,05) se obtuvo con el 1 % de EEA con 1,13 x106
cél. mL-1.
3.2.2. Tasa de crecimiento y tiempo de duplicación poblacional
En la Tabla 4, se observa la tasa de crecimiento (μ) y el tiempo de
duplicación diaria (TD) poblacional en los cultivos de T. suecica con medio
EEA y control (Guillard f/2), determinado en el quinto día de cultivo (Fig.
8) durante la fase final del crecimiento exponencial.
Tabla 4. Tasa de crecimiento (μ) y Tiempo de duplicación diaria (TD) poblacional
de T. suecica en los tratamientos cultivados con medio de cultivo EEA y Guillard
f/2 (control).
20
PARÁMETRO
EEA (%)
CONTROL 1 2 5
μ (día-1) 0,51 ±0,01b 0,49 ±0,01b 0,54 ±0,01a 0,55 ±0,01a
TD (día) 1,35 ±0,03b 1,40 ±0,03b 1,29 ±0,01a 1,27 ±0,02a
Letras diferentes en una misma fila indica diferencia significativa (α=0,05).
La tasa de crecimiento (μ) en el quinto día de cultivo de T. suecica (Tabla
5) presentaron los mayores valores significativos (p<0,05) en los
tratamientos con 2 y 5 % de EEA con valores de 0,54 y 0,55 día-1,
respectivamente; mientras los menores valores significativos (p<0,05) se
obtuvieron en los tratamientos con 1 % de EEA y el medio Guillard f/2
(control) con 0,49 y 0,51 día-1, respectivamente.

En cuanto al tiempo de duplicación diaria (TD), los mayores valores
significativos (p<0,05) al quinto día de cultivo de T. suecica se obtuvieron
con el control (Guillard f/2) y con el 1 % de EEA, con 1,35 y 1,40 día,
respectivamente. Los menores valores significativos para el TD se
encontraron en los tratamientos de 2 y 5 % de EEA con 1,29 y 1,27 día,
respectivamente.
Fig. 8. Unidades experimentales al quinto día de cultivo de T. suecica en los
tratamientos con medio EEA y Guillard f/2 (control).
3.3. Contenido de lípidos en T. suecica
En la Fig. 9, se observan los valores del contenido de lípidos de T. suecica al
quinto día de cultivo en el final de la fase exponencial en todos los tratamientos.
21

a
b b
c
0
Fig. 9. Contenido de lípidos en porcentaje de T. suecica en los tratamientos
con medio de cultivo EEA y Guillard f/2 (control). Letras diferentes indican diferencia
22
significativa (α=0,05).
El contenido de lípidos expresado en porcentaje (Fig. 9) al quinto día de cultivo,
presentó el mayor significativo (p<0,05) en el tratamiento dosificado con el 1 %
de EEA con 26,73 % de lípidos. Los tratamientos con 2 y 5 % de EEA presentaron
valores intermedios para el porcentaje de lípidos con valores significativos
promedio (p<0,05) de 23,39 y 23,18 %, respectivamente. El menor valor
significativo promedio (p<0,05) del porcentaje de lípidos se obtuvo en el grupo
control (Guillard f/2) con 21,09 %.
3.4. Rendimiento de biomasa total y lípidos en T. suecica
En la Tabla 5 y Fig. 10, se observan los valores de biomasa total y de lípidos en
T. suecica al quinto día de cultivo, en el final de la fase exponencial en los
tratamientos dosificados con EEA.

Tabla 5. Rendimiento en biomasa total y de lípidos de T. suecica, en los
tratamientos cultivados con 2 y 5 % de EEA.
BIOMASA TOTAL BIOMASA LÍPIDOS
a
569,49
b
a
a
10 20 50
a
(1 %) (2 %) (5 %)
1 2 5
EEA (mL L-1)
EEA (%)
23
PARÁMETROS
EEA (%)
1 2 5
Biomasa Total (BT)
(mg L-1)
434,66 ±22,85b 569,49 ±22,63a 607,13 ±18,18a
Biomasa Lípidos (BL)
(mg L-1)
116,09 ±4,12b 133,09 ±2,17a 140,63 ±2,61a
b
434,66
607,13
116,09
133,09 140,63
700
600
500
400
300
200
100
0
mg L-1
Fig. 10. Rendimiento de biomasa total y lípidos de T. suecica en los tratamientos
dosificados con EEA. Letras diferentes indica diferencia significativa (α=0,05).
El rendimiento de biomasa total (mg L-1) de T. suecica (Tabla 5, Fig. 10) al quinto
día de cultivo, en los tratamientos con 2 y 5 % de EEA presentaron los mayores
valores significativos (p<0,05) con 569,49 y 607,13 mg L-1 de lípidos. El
tratamiento dosificado 1 % de EEA, presentó un menor promedio significativo
(p<0,05) a los demás tratamientos con 434,66 mg L-1 de lípidos.
En cuanto al rendimiento de biomasa en lípidos (mg L-1) de T. suecica (Tabla 5,
Fig. 10) al quinto día de cultivo, los tratamientos con 2 y 5 % de EEA presentaron
los mayores valores significativos (p<0,05) con 133,09 y 140,63 mg L-1 de lípidos.

El tratamiento dosificado 1 % de EEA, presentó un menor promedio significativo
(p<0,05) a los demás tratamientos con un valor de 116,09 mg L-1 de lípidos.
En la Tabla 6 y Fig. 11, se observan los valores del rendimiento de biomasa total
y lípidos en relación a la dosificación del EEA para T. suecica al quinto día de
cultivo en el final de la fase exponencial en todos los tratamientos.
Tabla 6. Rendimiento en biomasa total y de lípidos de T. suecica, en relación a
la dosificación de EEA, en los tratamientos cultivados con 2 y 5 % de EEA.
R BIOMASA TOTAL R BIOMASA LÍPIDOS
0 10 20 30 40 50 60
1 2 5
EEA (mL L-1)
EEA (%)
24
PARÁMETROS
EEA (%)
1 2 5
Rendimiento BT
(mg BT / mL EEA)
43,47 ±2,28a 28,47 ±1,13b 12,14 ±0,36c
Rendimiento BL
(mg BL / mL EEA)
11,61 ±0,41a 6,65 ±0,11b 2,81 ±0,05c
R² = 0,9834
R² = 0,9969
50
40
30
20
10
0
Rendimiento (mg / mL EEA)
Fig. 11. Rendimiento de biomasa total y de lípidos en relación a la dosificación
de EEA para T. suecica en los tratamientos con medio de cultivo EEA.

Se compararon los rendimientos de la biomasa total en relación a las
dosificaciones de EEA (g BT / L de EEA) para T. suecica (Tabla 7, Fig. 11), al
quinto día de cultivo en los tratamientos con 2 y 5 % de EEA, presentando el
primero el mayor valor con 28,47 g de biomasa por cada L de EEA utilizado,
mientras que con 5 % de EEA se obtuvo una menor cantidad con 12,14 g por
cada L de EEA.
En el caso de los rendimientos de la biomasa de lípidos en relación a las
dosificaciones de EEA (g BL / L de EEA) para T. suecica (Tabla 7, Fig. 11), al
quinto día de cultivo, comparando los tratamientos con 2 y 5 % de EEA, el
primero presentó el mayor valor con 6,65 g de lípidos por cada L de EEA
utilizado, mientras que con 5 % de EEA se obtuvo una menor cantidad con 2,81
g por cada L de EEA.
25

IV. DISCUSIÓN
Los cultivos microalgales están influenciadas por las características ambientales,
las mismas que condicionarían su composición química de acuerdo a sus
variaciones o rangos de estos, ya sea por niveles de luminosidad, concentración
de nutrientes, pH y temperatura (Laing & Helm, 1981; Richmond & Becker, 1986;
Millán-Núñez et al., 2010).
Abalde et al. (1995), mencionan que las microalgas pueden ser cultivadas en un
rango de temperatura la que varía según la especie, existiendo especies que no
soportan temperaturas superiores a 25 °C, mientras que otras crecen bien hasta
los 36 °C. Así, Laing & Helm (1981), mencionan que la productividad de T.
suecica no es afectada por temperatura entre los 18 y 22 ºC. En el trabajo
experimental las temperaturas variaron entre los 22,1 y 24,3, cercanos al rango
mencionado por Laing & Helm (1981) y menores a los mencionados por Abalde
et al. (1995), y más aún estos fueron significativamente iguales en cada día de
cultivo, por lo que no serían condicionantes para la obtención de los resultados.
El pH es un parámetro a tener en cuenta en los cultivos microalgales, ya que
estas requieren estar en un rango óptimo para su cultivo, un descenso brusco
del pH suele ser letal, pero suelen soportar mejor los incrementos del pH hasta
un cierto límite (Richmond & Becker, 1986), presentando un rango óptimo entre
los 7 y 8. Millán-Núñez et al. (2010), cultivan sin inconvenientes T. suecica en
intervalos de pH de 7,3 y 8,5, mientras que Silva et al. (2011), cultivaron de
manera óptima entre los 7,13 y 8,69 y con una temperatura de 21 a 24 °C. En el
experimento con T. suecica los cultivos presentaron un rango de pH entre 7,81
y 9,26, el que está próximo a los encontrados por Silva et al. (2011), y Millán-
Núñez et al. (2010), no siendo un factor determinante para la obtención de los
resultados en este experimento.
El crecimiento poblacional es un parámetro que indica la asimilación de los
nutrientes, y en cultivos autotróficos T. suecica puede utilizar diferentes fuentes
nitrogenadas como úrea, fosfato diamónico, nitratos y nitritos; y en cultivo
heterotrófico como ensilado de pescado puede metabolizar diversos
26

aminoácidos y vitaminas, sintetizar ácidos grasos poliinsaturados (Bold &
Wynne, 1985), los mismos que se encuentran contenidos en el medio a base de
EEA, compuestos básicamente por los residuos de anchoveta dado por el
almacenamiento en las embarcaciones pesqueras. En teoría, cualquier
compuesto nitrogenado que pasa a la membrana plasmática y entra en la vía
bioquímica de las microalgas podría ser considerado como una fuente de
nitrógeno; sin embargo, los procesos de ingresar a la célula y ser incorporado
deben ser con la mayor rapidez (Flynn & Butler, 1986) para ser asimilables, como
sucede con el EEA.
Andrade et al. (2009), evaluan el crecimiento, remoción de nutrientes y materia
orgánica de Scenedesmus sp en aguas residuales provenientes de restos de
pescadería, reportando eficiencias de remoción de 94,44% para nitrógeno
amoniacal, de 77,54% para fosfatos y de 35,59% para materia orgánica.
Demostrando que estos nutrientes son asimilables por una microalga, como en
el caso del experimento, todos los dosificados con EEA presentaron incrementos
en las densidades poblacionales a lo largo de los días de cultivo.
Ipanaqué & paredes (2010), utilizan extracto de ensilado de residuos de concha
de abanico en el cultivo de T. suecica, encontraron que las mayores densidades
poblacionales se encontraron con 60 y 80 mL L-1 de extracto de ensilado con
valores de 6,38 y 6,88 x106 cél. mL-1, respectivamente, y fueron mayores que
aquellos obtenidos con medio de cultivo f/2 de Guillard (3,67 x106 cél. mL-1)
reconocido medio estandarizado para el cultivo de la mayoría de microalgas
marinas, entre estás T. suecica.
En el experimento, al quinto día de cultivo se encontró que las mayores
densidades microalgales estuvieron en los dosificados al 2 y 5 % de EEA con
promedios significativamente iguales de 2,65 y 2,78 x106 cél. mL-1, mientras que
el menor promedio se encontró en el dosificado con 1 % de EEA, con 2,13 x106
cél. mL-1. De esto Alsull & Wan (2012), observaron que en condiciones de
limitación de nitrógeno en el cultivo de Tetraselmis sp., el crecimiento fue
controlado por la deficiencia en el nitrógeno. Así, el tratamiento con menor
contenido de nutrientes como el dosificado al 1 % de EEA, presentó una menor
27

densidad poblacional, comparado con las mayores densidades de los
dosificados al 2 y 5 % de EEA, teniendo estos últimos mayores concentraciones
de nutrientes, obtuvieron mayores densidades poblacionales.
Las densidades microalgales están en función a la velocidad de crecimiento en
la cual se producen más células por lo que mayores velocidades indica una
mayor densidad. Alsull & Wan (2012), trabajaron con Tetraselmis sp aislada de
las aguas costeras del Parque Nacional de Penang en Malaysia, cultivadas bajo
condiciones de laboratorio combinando varios factores como la salinidad, luz y
limitación de nitrógeno, obtuvieron una alta tasa de crecimiento de 0,86 día-1,
3,18 ug mL-1 de contenido de clorofila α y 228 mg L-1 en peso seco para
Tetraselmis sp y que fueron mantenidas bajo un régimen de 24 h luz sin
restricción de nitrógeno.
También Silva et al. (2011), evaluan el crecimiento de T. suecica con pH y
concentración sanguaza/agua de mar, obteniendo que un pH de 8,71 y una
concentración de sanguaza/agua de mar de 4,56 %, que permiten obtener una
tasa de crecimiento máximo de 0,659 día-1, asimismo, concluyen que el uso de
agua de mar con sanguaza, ha demostrado ser una buena alternativa para la
producción de biomasa de T. suecica, considerando que la sanguaza es un
residuo, cuyo costo será menor que el medio EM-Bokashi y el medio Yashima.
Lo que se confirma con el trabajo de Montoya & Acosta (2011), que utilizaron un
medio “Agua de mar enriquecida” para el cultivo de Tetraselmis sp, encontrando
que las mayores tasas específicas de crecimiento para cultivos son con
bicarbonato, mientras que en el medio fertilizante comercial Crecilizer (N, P2O5,
K2O) se obtienen mayores tasas de crecimiento cuando el cultivo es aireado,
siendo la tasa específica de crecimiento de 0,65 día-1. Similares valores son
reportados al quinto día de cultivo, con tasas de crecimiento de 0,54 y 0,55 día-
1, en los cultivos al 2 y 5 % de EEA, respectivamente.
La deficiencia de nitrógeno influye en la densidad poblacional de Isochrysis
galbana y también reduce la tasa de crecimiento (Fábregas et al., 1985). Esto
podría haber sucedido en el tratamiento con el 1 % de EEA, dado la menor
concentración de nutrientes que los demás tratamientos con EEA.
28

Al considerar la tasa de crecimiento también se debe tener en cuenta, que el
tiempo de duplicación diaria (TD) está relacionada con esta; el incremento de la
tasa de crecimiento implica una mayor densidad microalgal, así Sheehan et al.
(1998), determinaron que T. suecica cultivada con medio Guillard f/2, presenta
un tiempo de duplicación de 1,50 día. Siendo este valor mayor a los mejores
tratamientos del experimento con EEA, que al ser dosificados con 2 y 5 % de
EEA se obtuvieron 1,29 y 1,27 día, respectivamente, lo que se debería a que los
nutrientes presentes en el EEA son posiblemente mejor asimilados, permitiendo
incrementar la densidad microalgal en un menor tiempo, y también puede
deberse a lo mencionado por Molina et al. (1991), que el crecimiento poblacional
de Tetraselmis sp es influenciado cuando la relación N/P se encuentra por debajo
de 20, siendo importante el balance de nutrientes en el medio de cultivo.
Respecto al rendimiento de lípidos para T. suecica, Thompson (1996), menciona
que en las microalgas pueden aumentar hasta el doble, bajo condiciones de
limitación de nutrientes, cuando el crecimiento disminuye y no hay requerimiento
para la síntesis de nuevos compuestos de membrana. En el caso del
experimento, se obtuvo el mayor porcentaje de lípidos con el tratamiento con
menor cantidad de nutrientes (1 % de EEA) con 26,73 % en peso seco, mientras
con mayores dosis de nutrientes (2 y 5 % de EEA) el porcentaje de lípidos fue
de 23,39 y 23,18 %, respectivamente.
Del mismo modo, Chiu et al. (2009), mencionan que la acumulación de lípidos
en las células microalgales están asociadas con el crecimiento poblacional, ellos
encontraron que los contenidos de lípidos en células de Nannochloropsis
oculata, con un medio limitado en nitrógeno durante las fases de crecimiento
logarítmica, estacionaria temprana y estacionaria final, fueron de 30,8, 39,7, y
50,4 %, respectivamente; notándose que los mayores porcentajes de lípidos se
encuentran en relación con la fase de cultivo; esto es complementado por
Beopoulos et al. (2009), mencionando que el agotamiento de nitrógeno en el
medio puede causar la detención de la división celular, por lo mismo la densidad
microalgal, pero el metabolismo del carbono continúa, lo que da como resultado
una mayor producción de lípidos. Es así que con una baja concentración de
29

nutrientes, sobre todo de nitrógeno, como en el tratamiento con 1 % de EEA, se
encontró un mayor porcentaje de lípidos al quinto día de cultivo.
También Alsull & Wan (2012), trabajando con Tetraselmis sp incrementaron
significativamente los contenidos de lípidos desde 13,29 % en condiciones de
limitación de nitrógeno, hasta los 29,51 % en condiciones de restricción total. Por
lo que una deficiencia de nutrientes, sobre todo minerales, típicamente causa
una tasa de crecimiento cada vez menor, pero sorprendentemente, bajo estas
circunstancias muchas especies de microalgas continúan sintetizando
activamente ácidos grasos (Cohen, 1999).
Loera-Quezada & Olguín (2010), mencionan que la deficiencia de nitrógeno es
el factor que más afecta el metabolismo de los lípidos. Entonces la limitación de
nitrógeno es considerada como la estrategia más eficiente para incrementar el
contenido de lípidos neutros en las microalgas, en particular el de triglicéridos
conformados por ácidos grados con un elevado grado de saturación (Garibay et
al., 2009).
Para el caso de exceso de nitrógeno, Fábregas et al. (1996), mencionan que en
cultivos saturados de nitrógeno se disminuye la concentración celular y producen
un aumento del peso de cada célula, con inhibición del crecimiento celular y
aumento del porcentaje de proteína ya que se sigue incorporando nitrógeno aun
presentándose el bloqueo de la división celular. Es probable que esto sucediera
al quinto día de cultivo en el tratamiento con 5 % de EEA (2,65 x106 cél mL-1),
presentando valores cercanos a los encontrados con el 2 % de EEA (2,78 x106
cél mL-1), debido probablemente a que ya se ha saturado el medio con nutrientes
(N, P) por lo que el aumentar dichas concentraciones ya no significa un
incremento significativo de la densidad poblacional y el rendimiento en biomasa
total y de lípidos.
Fernández & paredes (2007), obtuvieron incrementos del 85,8 % y 154 % de
carbohidratos y lípidos, respectivamente en cultivos dosificados con 40 mL L-1
de extracto de ensilado de pescado; mientras que Ipanaqué & paredes (2010),
utilizando residuos de la maricultura en cultivos de T. suecica, sus resultados
30

demostraron que al quinto día de cultivo, en la concentración de 80 mL L-1 las
concentraciones de lípidos no muestran diferencias significativas (p>0,05) entre
los cultivos dosificados con ensilado de residuos de concha de abanico,
presentando promedios entre los 22,63 y 23,88 %; siendo estos menores a los
encontrados en los tratamientos del presente experimento, ya que se obtuvieron
porcentajes de lípidos entre 23,18 y 26,73 %, y mayores que el control con medio
Guillard f/2 que presentó un valor de 21,09 %. Similarmente Sheehan et al.
(1998), halló en T. suecica cultivada con medio Guillard f/2, una concentración
lipídica de 22 % en peso seco. Entonces puede ser una tendencia que los medios
de cultivo de origen orgánico (residuos de pescado y concha de abanico)
incrementen el contenido de lípidos en microalgas, en las concentraciones
mencionadas.
Se ha demostrado que la composición bioquímica de las microalgas puede ser
manipulado mediante el cambio de los parámetros físicos y químicos del medio
de cultivo (Huang et al., 2012). Esto hace que en medios de cultivo con suficiente
nitrógeno las células sintetizan principalmente proteínas para mantener el
crecimiento y la división, pero ante condiciones de limitación de nitrógeno no hay
nutrientes suficientes para mantener el crecimiento celular por lo que aumentan
las sustancias de reserva, hidratos de carbono y lípidos de reserva, a expensas
de la síntesis proteica (Sukenik et al., 1993). Lo que en el experimento queda
demostrado que al aumentar la concentración de nutrientes (EEA) la densidad
poblacional de las microalgas y la producción de biomasa aumenta, pero también
que a menor concentración de nutrientes (EEA) se ha producido un mayor
porcentaje de lípidos.
Cohen (1999), menciona que cuando el crecimiento poblacional se retarda en
respuesta a un factor limitante como la luz, consumo de nutrientes, pH,
temperatura o salinidad, la mayor síntesis de lípidos y carbohidratos, estos son
incrementados a expensas de la síntesis de proteínas. Esto explicaría los
resultados en los tratamientos con mayores concentraciones de nutrientes (2 y
5 % de EEA) que presentan mayores valores de biomasa total y lípidos en peso,
dado que en estas se han presentado altos rendimientos de 569,49 y 607,13 mg
L-1 para biomasa total, y de 133,09 y 140,63 mg L-1 de biomasa de lípidos.
31

Entonces por todo lo mencionado, los mejores resultados se obtuvieron en los
tratamientos con 2 y 5 % de EEA, destacando el dosificado con el 2 % de EEA.
El tratamiento con 1 % no aseguraría la producción óptima de biomasa y lípidos,
mientras que con 5 % de EEA se estaría sobre dosificando a los cultivos, por lo
que el tratamiento con el 2 % de EEA se encontraría en un punto óptimo entre la
concentración de nutrientes y la producción de biomasa y lípidos; y que de
acuerdo a Alsull & Wan (2012), el principal factor limitante es el contenido de
nitrógeno (nitratos, nitritos, proteínas) en el medio de cultivo de microalgas, por
lo que se convierte como el macronutriente más importante; y su menor
concentración daría lugar a un menor rendimiento de biomasa total o lipídico.
En la región Ancash, los efluentes pesqueros de las embarcaciones
anchoveteras se producen en grandes cantidades que no son tomadas en cuenta
como fuente de contaminación y menos utilizadas o tratadas, y dado la intensa
actividad de la industria pesquera, la provisión de EEA sería constante mientras
exista la pesca industrial, por lo que se estaría asegurado la producción de
biomasa total y de lípidos; quedando demostrado que es posible obtener buenos
crecimientos poblacionales, biomasa y concentraciones de lípidos, de manera
optimizada, utilizando la concentración de 2 % de EEA por T. suecica.
32

V. CONCLUSIONES
 Los mayores valores de μ para T. suecica al quinto de cultivo se presentaron
en los tratamientos dosificados con 2 y 5 % de EEA, con 0,54 y 0,55 día-1,
respectivamente; y el menor valor se presentó en el tratamiento dosificado con
1 % de EEA, con 0,49 día-1.
 El mayor valor de TD para T. suecica en el quinto día de cultivo, se obtuvo en
el tratamiento con 1 % de EEA, con 1,40 día; mientras que los menores
valores se presentaron en los tratamientos con 2 y 5 % de EEA, con 1,29 y
1,27 día, respectivamente.
 El mayor contenido en porcentaje de lípidos para T. suecica al quinto día de
cultivo, se obtuvo en el tratamiento dosificado con 1 % de EEA con 26,73 %;
y con dosificaciones de 2 y 5 % de EEA se obtuvieron menores porcentajes
con el 23,39 y 23,18 %, respectivamente.
 Los mayores rendimientos en biomasa de lípidos para T. suecica al quinto día
de cultivo, se obtuvieron en los tratamientos dosificados con 2 y 5 % de EEA,
con 133,1 y 140,6 mg L-1, respectivamente; y con el 1 % de EEA se obtuvo
una menor biomasa de lípidos con 116,1 mg L-1.
33

VI. RECOMENDACIONES
 Evaluar el contenido de carbohidratos y proteínas de los cultivos de T. suecica
con diferentes concentraciones de EEA.
 Evaluar el efecto del número de dosificaciones de EEA en el crecimiento y
contenido de lípidos, carbohidratos y proteínas de T. suecica cultivado con
diferentes concentraciones de EEA.
 Determinar el efecto de diferentes concentraciones de EEA en el escalamiento
de resultados del crecimiento poblacional y contenido de lípidos en cultivos
masivos de T. suecica cultivados en tanques de 100 L.
 Evaluar con diferentes concentraciones de EEA, los costos de producción de
biomasa y lípidos a escala piloto de T. suecica.
 Evaluar económicamente el escalamiento de los resultados a fin de proponer
la instalación de una Planta de producción de biocombustible a partir de EEA.
34

VII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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Anexo 1. Temperatura (°C) en los cultivos de T. suecica de las unidades
experimentales en los tratamientos con medio de cultivo EEA y Guillard f/2
(control).
43
DÍA DE
CULTIVO
EEA (%)
CONTROL 1 2 5
R1 R2 R3 R1 R2 R3 R1 R2 R3 R1 R2 R3
0 22,7 22,8 22,8 22,8 22,7 22,7 22,8 22,9 22,8 22,8 22,8 22,7
1 23,1 23,4 23,2 23,2 23,3 23,1 23,1 23,4 23,4 23,1 23,4 23,2
2 23,7 23,8 23,3 23,4 23,1 23,9 24,1 23,6 23,7 23,4 23,6 23,1
3 24,1 24,3 23,8 24,0 23,8 24,2 23,9 24,3 23,8 23,7 23,9 24,0
4 23,2 23,7 23,6 23,6 23,4 23,8 23,8 23,4 23,2 23,4 23,6 23,5
5 23,2 23,8 23,9 23,3 23,5 23,4 23,9 23,5 23,2 23,6 23,7 23,4
6 24,1 23,8 23,7 23,6 24,0 23,7 23,6 24,1 23,5 24,1 23,4 23,6
7 23,4 23,6 23,7 23,8 24,1 23,6 23,4 23,6 23,9 23,4 23,5 23,7
8 23,1 23,4 23,2 23,6 23,1 23,4 23,0 23,2 23,1 23,8 23,4 23,3
9 23,8 23,4 23,7 23,6 23,9 23,8 23,2 23,7 23,9 23,6 23,5 23,1
10 22,4 22,7 22,1 22,6 22,3 22,7 23,1 22,8 22,6 22,4 23,1 22,6
11 23,9 23,7 23,1 23,8 23,5 23,7 23,8 23,7 23,2 23,8 23,6 23,4

Anexo 2. Temperatura promedio (°C) en los cultivos de T. suecica de los
tratamientos con medio de cultivo EEA y Guillard f/2 (control).
44
DÍA DE
CULTIVO
EEA (%)
CONTROL 1 2 5
0 22,8 ±0,1a 22,7 ±0,1a 22,8 ±0,1a 22,8 ±0,1a
1 23,2 ±0,2a 23,2 ±0,1a 23,3 ±0,2a 23,2 ±0,2a
2 23,6 ±0,3a 23,5 ±0,4a 23,8 ±0,3a 23,4 ±0,3a
3 24,1 ±0,3a 24,0 ±0,2a 24,0 ±0,3a 23,9 ±0,2a
4 23,5 ±0,3a 23,6 ±0,2a 23,5 ±0,3a 23,5 ±0,1a
5 23,6 ±0,4a 23,4 ±0,1a 23,5 ±0,4a 23,6 ±0,2a
6 23,9 ±0,2a 23,8 ±0,2a 23,7 ±0,3a 23,7 ±0,4a
7 23,6 ±0,2a 23,8 ±0,3a 23,6 ±0,3a 23,5 ±0,2a
8 23,2 ±0,2a 23,4 ±0,3a 23,1 ±0,1a 23,5 ±0,3a
9 23,6 ±0,2a 23,8 ±0,2a 23,6 ±0,4a 23,4 ±0,3a
10 22,4 ±0,3a 22,5 ±0,2a 22,8 ±0,3a 22,7 ±0,4a
11 23,6 ±0,4a 23,7 ±0,2a 23,6 ±0,3a 23,6 ±0,2a

Anexo 3. Valores de pH en los cultivos de T. suecica de las unidades
experimentales en los tratamientos con medio de cultivo EEA y Guillard f/2
(control).
45
DÍA DE
CULTIVO
EEA (%)
CONTROL 1 2 5
R1 R2 R3 R1 R2 R3 R1 R2 R3 R1 R2 R3
0 7,81 7,89 7,86 7,84 7,83 7,79 7,85 7,86 7,84 7,91 7,83 7,86
1 8,01 8,07 8,10 8,07 8,01 7,86 7,97 8,03 8,02 8,02 8,06 7,95
2 8,43 8,47 8,72 8,21 8,32 8,19 8,12 8,24 8,09 8,18 8,27 8,31
3 9,02 9,04 9,16 8,91 8,87 8,98 8,72 8,56 8,74 8,86 8,71 8,92
4 9,14 9,21 9,18 9,07 9,11 9,14 9,19 9,24 9,26 9,23 9,17 9,26
5 9,01 9,02 9,03 9,09 9,10 9,17 9,26 9,21 9,11 9,17 9,23 9,22
6 8,86 8,93 8,76 8,83 8,77 8,89 9,12 9,03 9,06 9,16 9,20 9,11
7 8,79 8,83 8,76 8,63 8,79 8,85 8,74 8,94 8,87 8,97 8,84 8,86
8 8,76 8,74 8,64 8,62 8,42 8,36 8,62 8,71 8,58 8,72 8,84 8,61
9 8,46 8,52 8,61 8,23 8,19 8,33 8,78 8,61 8,83 8,92 8,97 8,81
10 8,42 8,19 8,22 8,21 8,19 8,07 8,62 8,37 8,29 8,56 8,82 8,67
11 8,17 8,23 8,03 8,07 8,10 8,21 8,31 8,42 8,58 8,68 8,51 8,36

Anexo 4. Valores de pH promedio en los cultivos de T. suecica en los
tratamientos con medio de cultivo EEA y Guillard f/2 (control).
46
DÍA DE
CULTIVO
EEA (%)
CONTROL 1 2 5
0 7,85 ±0,04a 7,82 ±0,03a 7,85 ±0,01a 7,87 ±0,04a
1 8,06 ±0,05a 7,98 ±0,11a 8,01 ±0,03a 8,01 ±0,06a
2 8,54 ±0,16a 8,24 ±0,07b 8,15 ±0,08b 8,25 ±0,07b
3 9,07 ±0,08a 8,92 ±0,06ab 8,67 ±0,10c 8,83 ±0,11bc
4 9,18 ±0,04ab 9,11 ±0,04b 9,23 ±0,04a 9,22 ±0,05a
5 9,02 ±0,01b 9,12 ±0,04ab 9,19 ±0,08a 9,21 ±0,03a
6 8,85 ±0,09b 8,83 ±0,06b 9,07 ±0,05a 9,16 ±0,05a
7 8,79 ±0,04a 8,76 ±0,11a 8,85 ±0,10a 8,89 ±0,07a
8 8,71 ±0,06a 8,47 ±0,14a 8,64 ±0,07a 8,72 ±0,12a
9 8,53 ±0,08b 8,25 ±0,07c 8,74 ±0,12ab 8,90 ±0,08a
10 8,28 ±0,13b 8,16 ±0,08b 8,43 ±0,17ab 8,68 ±0,13a
11 8,14 ±0,10b 8,13 ±0,07b 8,44 ±0,14ab 8,52 ±0,16a

Anexo 5. Densidad poblacional (x106 cél. mL-1) de T. suecica en las unidades
experimentales de los tratamientos cultivados con medio de cultivo EEA y
Guillard f/2 (control).
47
DÍA DE
CULTIVO
EEA (%)
CONTROL 1 2 5
R1 R2 R3 R1 R2 R3 R1 R2 R3 R1 R2 R3
0 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18
1 0,25 0,26 0,26 0,20 0,20 0,22 0,20 0,20 0,21 0,20 0,20 0,21
2 0,39 0,43 0,43 0,33 0,32 0,37 0,30 0,30 0,33 0,34 0,29 0,33
3 0,98 0,91 0,93 0,81 0,80 0,84 0,75 0,78 0,78 0,82 0,78 0,81
4 1,64 1,78 1,83 1,54 1,66 1,72 1,99 1,86 1,79 1,97 1,88 1,94
5 2,46 2,33 2,21 2,03 2,11 2,24 2,56 2,66 2,72 2,68 2,79 2,86
6 2,69 2,63 2,77 2,06 2,23 2,18 2,94 2,81 2,98 2,99 3,15 3,02
7 2,71 2,61 2,84 1,96 2,14 2,02 3,21 3,10 3,42 3,49 3,27 3,56
8 2,54 2,51 2,73 2,04 1,88 1,79 3,30 3,04 3,31 3,53 3,62 3,68
9 2,49 2,31 2,41 1,68 1,73 1,85 3,06 3,13 3,26 3,23 3,44 3,36
10 2,44 2,24 2,39 1,52 1,31 1,36 3,01 3,32 3,22 3,33 3,41 3,52
11 1,99 1,91 1,76 1,21 1,09 1,10 2,95 3,04 3,23 3,24 3,47 3,43

Anexo 6. Densidad poblacional promedio (x106 cél. mL-1) de T. suecica
cultivados con medio EEA y Guillard f/2 (control).
48
DÍA DE
CULTIVO
EEA (%)
CONTROL 1 2 5
0 0,18 ±0,00a 0,18 ±0,00a 0,18 ±0,00a 0,18 ±0,00a
1 0,26 ±0,01a 0,21 ±0,01b 0,20 ±0,01b 0,20 ±0,01b
2 0,42 ±0,02a 0,34 ±0,03b 0,31 ±0,02b 0,32 ±0,02b
3 0,94 ±0,04a 0,82 ±0,02b 0,77 ±0,02b 0,80 ±0,02b
4 1,75 ±0,10ab 1,64 ±0,09b 1,88 ±0,10a 1,93 ±0,05a
5 2,33 ±0,13b 2,13 ±0,11b 2,65 ±0,08a 2,78 ±0,09a
6 2,70 ±0,07b 2,16 ±0,09c 2,91 ±0,09ab 3,05 ±0,09a
7 2,72 ±0,12b 2,04 ±0,09c 3,24 ±0,16a 3,44 ±0,15a
8 2,59 ±0,12c 1,90 ±0,13d 3,22 ±0,15b 3,61 ±0,08a
9 2,40 ±0,09b 1,75 ±0,09c 3,15 ±0,10a 3,34 ±0,11a
10 2,36 ±0,10b 1,40 ±0,11c 3,18 ±0,16a 3,42 ±0,10a
11 1,89 ±0,12c 1,13 ±0,07d 3,07 ±0,14b 3,38 ±0,12a

Anexo 7. Valores de la Tasa de crecimiento (μ) y Tiempo de duplicación diaria
(TD) poblacional de T. suecica en las unidades experimentales de los
tratamientos cultivados con medio de cultivo EEA y Guillard f/2 (control).
49
PARÁMETRO
EEA (%)
CONTROL 1 2 5
R1 R2 R3 R1 R2 R3 R1 R2 R3 R1 R2 R3
N0 (x106 cél. mL-1) 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18
Nf (x106 cél. mL-1) 2,46 2,33 2,21 2,03 2,11 2,24 2,56 2,66 2,72 2,68 2,79 2,86
Día 5 5 5 5 5 5 5 5 5 5 5 5
μ (día-1) 0,52 0,51 0,50 0,48 0,49 0,50 0,53 0,54 0,54 0,54 0,55 0,55
TD (día) 1,33 1,35 1,38 1,43 1,41 1,37 1,31 1,29 1,28 1,28 1,26 1,25

Anexo 8. Valores de la Biomasa, Absorbancia, Porcentaje de lípidos y Biomasa
de lípidos de T. suecica en las unidades experimentales de los tratamientos
cultivados con medio de cultivo EEA y Guillard f/2 (control).
50
PARÁMETROS
EEA (%)
CONTROL 1 2 5
Biomasa (mg L-1) 507,5 480,2 460,6 412,7 433,0 458,3 545,5 572,4 590,5 587,7 609,9 623,8
Absorbancia (λ) 0,355 0,360 0,338 0,391 0,394 0,417 0,452 0,459 0,467 0,494 0,476 0,486
Lípidos (%) 20,27 21,72 21,26 27,45 26,37 26,36 24,01 23,23 22,91 24,35 22,61 22,58
Lípidos (mg L-1) 102,9 104,3 97,9 113,3 114,2 120,8 131,0 133,0 135,3 143,1 137,9 140,8

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