1. Prof. MSc. José Antonio Romero Palmera
Bárbula, Febrero 2009

2. Histología:
Concepto y aplicaciones científicas y clínicas.
Técnica histológica:
Etapas en la preparación de tejidos para su estudio al microscopio
óptico y electrónico.
Histoquímica y Citoquímica:
Aplicación, tipos, fundamentos químicos de la coloración.
Microscopía:
Tipos de microscopios y aplicación. Microscopio óptico: partes,
funcionamiento. Microscopio electrónico: de transmisión y de barrido.
Objetivo General:
Especificar las herramientas que utiliza la histología para el estudio ultraestructural de
tejidos y de la célula como unidad morfológica y funcional del organismo.
Contenido

3. Del griego
Histo Tejido
Logos Tratado
Aplicaciones científicas y clínicasAplicaciones científicas y clínicas
Ciencia que estudia los tejidos orgánicos: su estructura
microscópica, su desarrollo y sus funciones

4. Serie de pasos que han de darse para obtener un preparado observable con el
microscopio óptico
Mediato (post mortem)
Inmediato (in vivo)
Métodos de examen
Toma de muestra
Fijación
Deshidratación
Preparación para la inclusión
Inclusión
Modelado del bloque –
catalogación
Sección con el micrótomo
extendido de los cortes – pegado
Coloraciones: de rutina o
especiales
Toma de muestra
Fijación
Deshidratación
Preparación para la inclusión
Inclusión
Modelado del bloque –
catalogación
Sección con el micrótomo
extendido de los cortes – pegado
Coloraciones: de rutina o
especiales

5. Las glándulas exocrinas y endocrinas lo más rápidamente posible.
El páncreas y el riñón deben extraerse no más de 10 a 15 min.
Otros órganos tales como intestino delgado y/o grueso, estómago, hígado, se
deben extraer no más allá de los 30 min.
Los músculos esqueléticos, huesos, piel, encéfalo, médula, ganglios
nerviosos no deben extraerse más allá de 60 min.
El muestreo debe realizarse antes de:
Autólisis y/o Putrefacción
Los tejidos y órganos se han de extraer considerando las siguientes prioridades:

6. 24 horas
No deben ser mayores de 1 cm de espesor; deben ser tomados
en ángulos rectos a la superficie de los órganos.
A veces pueden cortarse trozos de órganos de mayor tamaño, 2 o
3 cm y luego de algunas horas en fijador en que las piezas están
más fáciles de manejar, se realizan cortes más pequeños de los
mismos.
La cantidad de líquido fijador en microscopia óptica debe ser
aproximadamente 10 a 20 veces el volumen de la muestra.

7. Una buen a fijación debe:
1. Actuar con rapidez, matando y fijando a las células antes de que aparezcan los
fenómenos agónicos o post-mortem (autólisis, desintegración, etc.)
2. Poseer alto poder de penetración para asegurar la fijación correcta hasta en las
capas profundas de la pieza a fijar
3. Conservar, en lo posible, los detalles estructurales que presentaban in vivo
4. Permitir o favorecer el empleo de los procedimientos necesarios para su
observación ulterior (ejecución de cortes, coloración, etc.)
5. Impedir la desaparición de los elementos solubles durante la fijación o después de
ella
6. No provocar o impedir la producción de estructuras artificiales
7. No retraer excesivamente los tejidos ni volverlos friables o quebradizos
Es una operación destinada a provocar la “MUERTE” de las células, conservándolas,
cuanto sea posible en el estado en que están durante la vida.

8. Coagulando las proteínas sin combinarse con ellas (alcohol, ácido pícrico, yodo,
calor)
Formando combinaciones químicas con las sustancias orgánicas (ácido crómico y
sus sales)
Reduciéndose en contacto con las mismas y originando en su seno un precipitado
sumamente fino (ácido ósmico, bicloruro de mercurio, cloruro de oro)
La mayor parte de los fijadores actúan como oxidantes, favoreciendo así la
coloración ulterior de los tejidos

9. Formol al 10%
Alcohol etílico absoluto o de 96%
Alcohol metílico
Ácido ósmico al 1 ó 2%
Bicromato de potasio al 3-5%
Químicos
SIMPLE
S
COMPUESTOS
Líquido de Fleming, mezcla cromo-osmio-acética.
Líquido de Zenker, mezcla bicromato-sublimado-acética.
Líquido de Helly, mezcla Zenker-formol.
Líquido de Bouin, mezcla picro-formos-acética.
Liquido de Duboscq-Brasil, o Bouin alcohólico
FÍSICOS Desecación, Calor seco, Calor húmedo, Frío y Congelación y
desecación

10. Los tejidos contienen grandes cantidades de agua, tanto intracelular como extracelular,
que debe ser eliminada y reemplazada por parafina
Lavado en agua o alcohol
Deshidratación
Una lámina en un caja de deshidratación
La deshidratación se hace en forma progresiva con sucesivos baños de alcohol,
cada vez menos hidratados 70° – 80° – 90° – 96° – 100°
Tiempos de permanencia en cada líquido:
Alcohol 70: las piezas pueden permanecer varios días.
Alcohol 96: 2 baños en un lapso de 24 h.
Alcohol 100: 3 baños de una hora c/u.

11. Impregnación por un disolvente de la parafina
Las piezas perfectamente deshidratadas se sumergen en el disolvente (xilol o
toluol)
Aclaración
Se sumergen las piezas en parafina (56-58º de punto de fusión),
mantenida líquida en la estufa a no más de 62ºC.
Después de 1 a 2 horas se renueva la parafina
Penetración de la Parafina
En moldes de papel o de metal ad-hoc (barras de Leuckart) se vierte la
parafina fundida, del mismo punto de fusión de la que ha servido para la
penetración.
Se colocan las piezas orientándolas y luego se pone el molde en
heladera
Inclusión Definitiva o Formación del Bloque
15-30 minutos

12. El objeto de la inclusión que hemos descripto anteriormente es hacer posible la reducción
del tejido a cortes lo suficientemente delgados como para permitir el paso de la luz para
examinarlo al microscopio.
Los cortes más corrientes son los de 4-6 micrones.
Micrótomo de deslizamiento
Micrótomo Tipo Minot
Micrótomo de Congelación
y el Crióstato o Criótomo
CORTES
Micrótomo tipo Minot
Los cortes de parafina se extienden en agua tibia contenida en un cristalizador.
Se introducen portaobjetos, cubiertos con una capa de adhesivo de Mayer y, con la ayuda
de una aguja histológica, se colocan los cortes sobre el portaobjetos y a continuación se lo
levanta

13. Tinción o Coloración de losTinción o Coloración de los
CortesCortes
Corte Deshidratado y Montado en un Portaobjeto
Desparafinar los cortes con xilol
Rehidratar con alcoholes de gradación
decreciente (100%, 50%....agua)
Coloración
Aclarar el exceso de colorante con agua
Deshidratar
Montar (Resina + Cubreobjetos)

14. ColoraciónColoración
Proceso mediante el cual un cuerpo es teñido por una sustancia
colorante, sin perder el color cuando es lavado con el disolvente
ColoranteColorante
Sustancias que pueden conferir color a otros cuerpos
Clasificación
COLORANTES NATURALES:
Animales (carmín)
Vegetales (hematoxilina, orceína, azafrán)
COLORANTES ARTIFICIALES O SINTÉTICOS (COLORES DE
ANILINA)
Ácidos, Básicos, Neutros e Indiferentes

15. Sales cuya base es coloreada y el ácido es incoloro (azul de metileno o
clorhidrato de azul de metileno).
Reaccionan con los GRUPOS ANIÓNICOS de los componentes texturales,
que son los grupos:
Fosfatos de Ácidos nucleicos (ADN y RNA)
Sulfatos se los glucosaminoglucanos
Grupo Carboxilo de las proteínas.
La reacción de estos grupos varía según el pH.
Son colorantes nucleares
Ejemplos:
Verde de Metileno, Azul de Metileno, Pironina G, Azul de toluidina y la
Hematoxilina
COLORANTES BÁSICOS

16. Los tejidos que reaccione con un colorante básico (o con Hematoxilina) se
dice que es BASÓFILO y que presenta BASOFILIA. Estos componentes son:
La Heterocromatina y los Nucléolos del Núcleo por los grupos
Fosfato ionizados.
Ergatoplasma (parte del citoplasma) por grupos Fosfato ionizados.
Matriz del Cartílago por grupos Sulfato ionizados.

17. Sales cuya base es incolora y su ácido es coloreado (eosina o eosinato
de sodio)
Se unen primariamente a los componentes texturales por medio de
enlaces electrostáticos de manera similar pero opuesta a la de los
colorantes básicos
Las anilinas ácidas reaccionan con grupos catiónicos, como los
GRUPOS AMINO IONIZADOS de las proteínas
Son colorantes citoplasmáticos
Los componentes texturales que se tiñen de colorantes ácidos se dice que son
ACIDÓFILOS y que presentan ACIDOFILIA.
Son acidofilos:
La mayor parte del citoplasma no especializado.
Filamentos Citoplasmáticos.
Fibras extracelulares
COLORANTES ÁCIDOS

18. Hematoxilina – Eosina
1º-Desparafinado.
Estufa durante 30 min. a 60º.
Sumergimos en xilol durante 10 o 15 min.
2º- Hidratación.
Alcohol absoluto-5min.
Alcohol 96º-5min.
Alcohol 70º-5min.
3º- Lavar en H2O destilada.
4º- Hematoxilina-5min.
5º- Lavar en H2O-2min.
6º-Eosina alcoholica-1min.
7º-Deshidratar.
Alcohol de 70º
Alcohol de 96º.
Alcohol absoluto.
Xilol.
8º- Montaje.
1º-Desparafinado.
Estufa durante 30 min. a 60º.
Sumergimos en xilol durante 10 o 15 min.
2º- Hidratación.
Alcohol absoluto-5min.
Alcohol 96º-5min.
Alcohol 70º-5min.
3º- Lavar en H2O destilada.
4º- Hematoxilina-5min.
5º- Lavar en H2O-2min.
6º-Eosina alcoholica-1min.
7º-Deshidratar.
Alcohol de 70º
Alcohol de 96º.
Alcohol absoluto.
Xilol.
8º- Montaje.
La hematoxilina es un colorante catiónico mientras que la eosina es un colorante aniónico
perteneciente a los xantenos.
Se teñirán los núcleos de azul, citoplasmas en rosa, músculo en tonos rojizos a rosados
fucsia, glóbulos rojos en naranja o rojo y la fibrina en rosa intenso
Técnica
Micrografía de Piel (5X) H&E
Micrografía de Intestino Delgado(5X) H&E

19. NEUTROS
AZUL DE METILENO
METACROMÁTICO
AZUL DE TOLUIDINA
Azul de Metileno Azul de Toluidina

20. CONVENCIONALES:
H-E
TRICRÓMICOS: Van Gieson, Masson,
Gallego.
TÉCNICAS DE PLATA
GIEMSA: Extensiones de sangre, citologías
PAPANICOLAU: Citologías
HISTOQUÍMICOS:
Sudán III Lípidos
Carmín de Best, PAS Glucógeno
Azul de Prusia Hierro
Von Kossa Calcio
Orceína Fibras elásticas
INMUNOHISTOQUÍMICOS
CONVENCIONALES:
H-E
TRICRÓMICOS: Van Gieson, Masson,
Gallego.
TÉCNICAS DE PLATA
GIEMSA: Extensiones de sangre, citologías
PAPANICOLAU: Citologías
HISTOQUÍMICOS:
Sudán III Lípidos
Carmín de Best, PAS Glucógeno
Azul de Prusia Hierro
Von Kossa Calcio
Orceína Fibras elásticas
INMUNOHISTOQUÍMICOS

21. Elástica de Van Gieson
Es una técnica para la coloración de fibras
colágenas y elásticas.
El colágeno parece que capta un colorante
ácido.
Tiñe el colágeno de rojo, núcleos y fibras
elásticas de negro y citoplasma de amarillo.
Van Gieson
Pared de la tráquea, Van Gieson.

22. Van Gieson

23. Azan (Azocamin + Aniline
blue)
Color Rojo
Núcleos celulares
Color Rosa
Citoplasma celular
(color rojo-naranja: fibras musculares y hematíes)
Color Azul
Mucinógeno
Fibras de colágeno
Región distal del glande. Coloración: Azan. Escala de
reproducción: 200x

24. Sales de
Plata
color negro-marrón oscuro:
Fibras de reticulina,
Dendritas
Axones neuronales
Prolongaciones gliales
Micrografía de un corte transversal de músculo
liso teñido con sales de plata para la
demostración de fibras reticulares.
Micrografía de Mesenterio. Impregnación argéntica.
Micrografía de Lengua (Mastocitos). Impregnación
argéntica.

25. GOMORI (Sales de Plata)

26. Sustancias específicas mediante reacciones químicas
Sudán III Lípidos
Carmín de Best, PAS Glucógeno
Azul de Prusia Hierro
Von Kossa Calcio
Orceína Fibras elásticas

27. 1º.- Cortes obtenidos por congelación (La
inclusión en parafina disuelve las grasas).
2º.- Introducir los cortes en la mezcla a
partes iguales de Sudan III y Rojo Escarlata
(filtrado). 24 horas.
3º.- Lavar en agua destilada.
4º.- Teñir los nucleos con Hematoxilina de
Groat--2 minutos.
5º.- Lavar y secar con papel de filtro.
6º.- Montar en Plasdona.
1º.- Cortes obtenidos por congelación (La
inclusión en parafina disuelve las grasas).
2º.- Introducir los cortes en la mezcla a
partes iguales de Sudan III y Rojo Escarlata
(filtrado). 24 horas.
3º.- Lavar en agua destilada.
4º.- Teñir los nucleos con Hematoxilina de
Groat--2 minutos.
5º.- Lavar y secar con papel de filtro.
6º.- Montar en Plasdona.
Sudan Rojo . Arteria muscular
SUDAN ROJO PARA TEÑIR LIPIDOS SIMPLES

28. PAS o del ácido peryódico de Schiff
Se basa en la rotura de los enlaces -C-C- presentes en los carbohidratos por la
acción del ácido peryódico, potente agente oxidante, liberándose grupos
aldehído que al combinarse con el reactivo de Schiff dan un compuesto de
color rojo púrpura intenso.
Cuerpo Epidídimo de Conejo. PAS 400XCabeza del Epidídimo de Conejo. PAS 400X
color rosa-magenta: carbohidratos, mucoproteínas, proteoglicanoscolor rosa-magenta: carbohidratos, mucoproteínas, proteoglicanos

29. PAS (Glucógeno)

30. Azul de Prusia (Hierro)

31. Von Kossa (Calcio)

32. Orceína (Fibras elásticas)

33. Estudia la composición química de la célula y permite detectar la
localización topográfica de algunos principios inmediatos, enzimas,
metales pesados y otras sustancias.
Se considera como un nexo de unión entre la morfología y la
bioquímica

34. En una reacción bioquímica hay tres pasos fundamentales:
Fijación:
Preservar las estructuras y reactividad funcional celulares
Existen diversos fijadores: metanol, etanol, acetona, glutaraldehído,
formaldehído, etc.
Incubación
Consecuencia se liberar unos productos que bien por si mismos, o al
combinarse con otra sustancia presente, dan lugar a un precipitado visible en el
lugar de la reacción.
Contraste
Para resaltar en lo posible el producto de reacción y permitir una
óptima visualización del núcleo y del citoplasma.
Las reacciones deben tener 3 características: sensibilidad, especificidad y
reproductibilidad
Las reacciones deben tener 3 características: sensibilidad, especificidad y
reproductibilidad

35. Detección de antígenos (biomoléculas) en células/tejidos mediante anticuerpos
marcados “in situ”.

37. INMUNOFLURECESCIA
Fluoresceína
Vimentina

38. INMUNOFLURECESCIA
Rodamina
GFAP

40. INMUNOENZIMATICAS Islotes de Langerhans (Páncreas)
Insulina Glucágon
Corteza Cerebral
Isomastotatina VIP

41. FOSFATASA ALCALINA
FOSFATASA ACIDA
ESTERASAS

42. INMUNO ORO (ORO COLOIDAL)
NEUROHIPOFISIS

43. Es la distancia mínima que debe separar a dos objetos para que sean percibidos
como dos objetos diferentes al ser observados con el microscopio
Resina Epon / 1 μm
Azul de toluidina
Parafina / 7 μm
PAS-
Hematoxilina
férrica

44. Selección de la muestra
Fijación de la muestra
Inclusión de la muestra
Corte de la muestra
Contraste [“tinción”] de los cortes
[Montaje de los cortes]
Examen de los cortes con el M.E.
Selección de la muestra
Fijación de la muestra
Inclusión de la muestra
Corte de la muestra
Contraste [“tinción”] de los cortes
[Montaje de los cortes]
Examen de los cortes con el M.E.

45. Finalidad
Preservar los tejidos de forma similar a su estado “in vivo”
Aumentar la dureza de la muestra para facilitar su posterior corte
FIJADORES USADOS
Solución tamponada de glutaraldehído 2,5-5%
Solución tamponada de tetróxido de osmio 1-2%
La fijación hace que precipiten las proteínas tisulares

46. Finalidad
Endurecer la muestra homogéneamente para obtener cortes ultrafinos
Método de inclusión en resina
Lavar el fijador en exceso de la muestra con una solución tampón
Contrastar “en bloque” (con acetato de uranilo, p. ej.)
Deshidratarla muestra con alcoholes de gradación creciente
Pasar la muestra por un disolvente (óxido de propileno...)
Introducir la muestra en una mezcla 1:1 de resina y disolvente a temperatura
ambiente para que la muestra se embeba de resina
Introducir la muestra en resina pura [en una cápsula de gelatina o plástico] a 60oC
para que polimerice y forme un bloque de resina que contenga la muestra
Finalidad
Endurecer la muestra homogéneamente para obtener cortes ultrafinos
Método de inclusión en resina
Lavar el fijador en exceso de la muestra con una solución tampón
Contrastar “en bloque” (con acetato de uranilo, p. ej.)
Deshidratarla muestra con alcoholes de gradación creciente
Pasar la muestra por un disolvente (óxido de propileno...)
Introducir la muestra en una mezcla 1:1 de resina y disolvente a temperatura
ambiente para que la muestra se embeba de resina
Introducir la muestra en resina pura [en una cápsula de gelatina o plástico] a 60oC
para que polimerice y forme un bloque de resina que contenga la muestra

48. Citrato de plomo
Acetato de uranilo

49. Interpretación de Cortes Histológicos

50. El microscopio óptico tiene un limite resolución de cerca de 200 nm (0.2 µm ).
Este limite se debe a la longitud de onda de la luz (0.4-0.7 µm )
Las células observadas bajo el microscopio óptico pueden estar vivas o fijadas y teñidas
Sistema Mecánico
Sistema Óptico

51. OCULAR
Amplía la imagen del objetivo.
OBJETIVO
Amplía la imagen de la preparación
CONDENSADOR
Lente que concentra los rayos luminosos
sobre la preparación.
DIAFRAGMA
Regula la cantidad de luz que entra en el
condensador.
FUENTE DE ILUMINACION
Dirige los rayos luminosos hacia el
condensador.
OCULAR
Amplía la imagen del objetivo.
OBJETIVO
Amplía la imagen de la preparación
CONDENSADOR
Lente que concentra los rayos luminosos
sobre la preparación.
DIAFRAGMA
Regula la cantidad de luz que entra en el
condensador.
FUENTE DE ILUMINACION
Dirige los rayos luminosos hacia el
condensador.
Sistema Óptico

52. SOPORTE
Mantiene la parte óptica. Tiene dos partes: el
pie o base y el brazo.
PLATINA
Lugar donde se deposita la preparación.
CABEZAL
Contiene los sistemas de lentes oculares.
REVÓLVER
Contiene los sistemas de lentes objetivos.
Permite, al girar, cambiar los objetivos.
TORNILLOS DE ENFOQUE
Macrométrico que aproxima el enfoque.
Micrométrico que consigue el enfoque correcto.
SOPORTE
Mantiene la parte óptica. Tiene dos partes: el
pie o base y el brazo.
PLATINA
Lugar donde se deposita la preparación.
CABEZAL
Contiene los sistemas de lentes oculares.
REVÓLVER
Contiene los sistemas de lentes objetivos.
Permite, al girar, cambiar los objetivos.
TORNILLOS DE ENFOQUE
Macrométrico que aproxima el enfoque.
Micrométrico que consigue el enfoque correcto.
Sistema Mecánico

53. 1. Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina
completamente. Si el microscopio se recogió correctamente en el uso anterior, ya debería estar
en esas condiciones.
2. Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas metálicas.
3. Comenzar la observación con el objetivo de 4x (ya está en posición) o colocar el de 10
aumentos (10x) si la preparación es de bacterias.
4. Para realizar el enfoque:
a. Acercar al máximo la lente del objetivo a la preparación, empleando el tornillo
macrométrico. Esto debe hacerse mirando directamente y no a través del ocular, ya que
se corre el riesgo de incrustar el objetivo en la preparación pudiéndose dañar alguno de
ellos o ambos.
b. Mirando, ahora sí, a través de los oculares, ir separando lentamente el objetivo de la
preparación con el macrométrico y, cuando se observe algo nítida la muestra, girar el
micrométrico hasta obtener un enfoque fino.
5. Pasar al siguiente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser suficiente
con mover un poco el micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al cambiar de objetivo se
perdió por completo la imagen, es preferible volver a enfocar con el objetivo anterior y repetir la
operación desde el paso 3. El objetivo de 40x enfoca a muy poca distancia de la preparación y
por ello es fácil que ocurran dos tipos de percances: incrustarlo en la preparación si se
descuidan las precauciones anteriores y mancharlo con aceite de inmersión si se observa una
preparación que ya se enfocó con el objetivo de inmersión.
1. Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina
completamente. Si el microscopio se recogió correctamente en el uso anterior, ya debería estar
en esas condiciones.
2. Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas metálicas.
3. Comenzar la observación con el objetivo de 4x (ya está en posición) o colocar el de 10
aumentos (10x) si la preparación es de bacterias.
4. Para realizar el enfoque:
a. Acercar al máximo la lente del objetivo a la preparación, empleando el tornillo
macrométrico. Esto debe hacerse mirando directamente y no a través del ocular, ya que
se corre el riesgo de incrustar el objetivo en la preparación pudiéndose dañar alguno de
ellos o ambos.
b. Mirando, ahora sí, a través de los oculares, ir separando lentamente el objetivo de la
preparación con el macrométrico y, cuando se observe algo nítida la muestra, girar el
micrométrico hasta obtener un enfoque fino.
5. Pasar al siguiente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser suficiente
con mover un poco el micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al cambiar de objetivo se
perdió por completo la imagen, es preferible volver a enfocar con el objetivo anterior y repetir la
operación desde el paso 3. El objetivo de 40x enfoca a muy poca distancia de la preparación y
por ello es fácil que ocurran dos tipos de percances: incrustarlo en la preparación si se
descuidan las precauciones anteriores y mancharlo con aceite de inmersión si se observa una
preparación que ya se enfocó con el objetivo de inmersión.
MANEJO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO

54. Empleo del objetivo de inmersión:
a. Bajar totalmente la platina.
b. Subir totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz que nos indica
la zona que se va a visualizar y donde habrá que echar el aceite.
c. Girar el revólver hacia el objetivo de inmersión dejándolo a medio camino entre éste y
el de x40.
d. Colocar una gota mínima de aceite de inmersión sobre el círculo de luz.
e. Terminar de girar suavemente el revólver hasta la posición del objetivo de inmersión.
f. Mirando directamente al objetivo, subir la platina lentamente hasta que la lente toca la
gota de aceite. En ese momento se nota como si la gota ascendiera y se adosara a la
lente.
g. Enfocar cuidadosamente con el micrométrico. La distancia de trabajo entre el objetivo
de inmersión y la preparación es mínima, aun menor que con el de 40x por lo que el
riesgo de accidente es muy grande.
h. Una vez se haya puesto aceite de inmersión sobre la preparación, ya no se puede
volver a usar el objetivo 40x sobre esa zona, pues se mancharía de aceite. Por tanto, si
desea enfocar otro campo, hay que bajar la platina y repetir la operación desde el paso
3.
i. Una vez finalizada la observación de la preparación se baja la platina y se coloca el
objetivo de menor aumento girando el revólver. En este momento ya se puede retirar la
preparación de la platina. Nunca se debe retirar con el objetivo de inmersión en posición
de observación.
j. Limpiar el objetivo de inmersión con cuidado empleando un papel especial para óptica.
Comprobar también que el objetivo 40x está perfectamente limpio
Empleo del objetivo de inmersión:
a. Bajar totalmente la platina.
b. Subir totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz que nos indica
la zona que se va a visualizar y donde habrá que echar el aceite.
c. Girar el revólver hacia el objetivo de inmersión dejándolo a medio camino entre éste y
el de x40.
d. Colocar una gota mínima de aceite de inmersión sobre el círculo de luz.
e. Terminar de girar suavemente el revólver hasta la posición del objetivo de inmersión.
f. Mirando directamente al objetivo, subir la platina lentamente hasta que la lente toca la
gota de aceite. En ese momento se nota como si la gota ascendiera y se adosara a la
lente.
g. Enfocar cuidadosamente con el micrométrico. La distancia de trabajo entre el objetivo
de inmersión y la preparación es mínima, aun menor que con el de 40x por lo que el
riesgo de accidente es muy grande.
h. Una vez se haya puesto aceite de inmersión sobre la preparación, ya no se puede
volver a usar el objetivo 40x sobre esa zona, pues se mancharía de aceite. Por tanto, si
desea enfocar otro campo, hay que bajar la platina y repetir la operación desde el paso
3.
i. Una vez finalizada la observación de la preparación se baja la platina y se coloca el
objetivo de menor aumento girando el revólver. En este momento ya se puede retirar la
preparación de la platina. Nunca se debe retirar con el objetivo de inmersión en posición
de observación.
j. Limpiar el objetivo de inmersión con cuidado empleando un papel especial para óptica.
Comprobar también que el objetivo 40x está perfectamente limpio

55. 1. Al finalizar el trabajo, hay que dejar puesto el objetivo de menor aumento en posición de
observación, asegurarse de que la parte mecánica de la platina no sobresale del borde de la
misma y dejarlo cubierto con su funda.
2. Cuando no se está utilizando el microscopio, hay que mantenerlo cubierto con su funda
para evitar que se ensucien y dañen las lentes. Si no se va a usar de forma prolongada, se
debe guardar en su caja dentro de un armario para protegerlo del polvo.
3. Nunca hay que tocar las lentes con las manos. Si se ensucian, limpiarlas muy suavemente
con un papel de filtro o, mejor, con un papel de óptica.
4. No dejar el portaobjetos puesto sobre la platina si no se está utilizando el microscopio.
5- Después de utilizar el objetivo de inmersión, hay que limpiar el aceite que queda en el
objetivo con pañuelos especiales para óptica o con papel de filtro (menos recomendable). En
cualquier caso se pasará el papel por la lente en un solo sentido y con suavidad. Si el aceite
ha llegado a secarse y pegarse en el objetivo, hay que limpiarlo con una mezcla de alcohol-
acetona (7:3) o xilol. No hay que abusar de este tipo de limpieza, porque si se aplican estos
disolventes en exceso se pueden dañar las lentes y su sujeción.
1. Al finalizar el trabajo, hay que dejar puesto el objetivo de menor aumento en posición de
observación, asegurarse de que la parte mecánica de la platina no sobresale del borde de la
misma y dejarlo cubierto con su funda.
2. Cuando no se está utilizando el microscopio, hay que mantenerlo cubierto con su funda
para evitar que se ensucien y dañen las lentes. Si no se va a usar de forma prolongada, se
debe guardar en su caja dentro de un armario para protegerlo del polvo.
3. Nunca hay que tocar las lentes con las manos. Si se ensucian, limpiarlas muy suavemente
con un papel de filtro o, mejor, con un papel de óptica.
4. No dejar el portaobjetos puesto sobre la platina si no se está utilizando el microscopio.
5- Después de utilizar el objetivo de inmersión, hay que limpiar el aceite que queda en el
objetivo con pañuelos especiales para óptica o con papel de filtro (menos recomendable). En
cualquier caso se pasará el papel por la lente en un solo sentido y con suavidad. Si el aceite
ha llegado a secarse y pegarse en el objetivo, hay que limpiarlo con una mezcla de alcohol-
acetona (7:3) o xilol. No hay que abusar de este tipo de limpieza, porque si se aplican estos
disolventes en exceso se pueden dañar las lentes y su sujeción.
MANTENIMIENTO Y PRECAUCIONES

56. 6- No forzar nunca los tornillos giratorios del microscopio (macrométrico, micrométrico,
platina, revólver y condensador).
7- El cambio de objetivo se hace girando el revólver y dirigiendo siempre la mirada a la
preparación para prevenir el roce de la lente con la muestra. No cambiar nunca de objetivo
agarrándolo por el tubo del mismo ni hacerlo mientras se está observando a través del ocular.
8- Mantener seca y limpia la platina del microscopio. Si se derrama sobre ella algún líquido,
secarlo con un paño. Si se mancha de aceite, limpiarla con un paño humedecido en xilol.
9- Es conveniente limpiar y revisar siempre los microscopios al finalizar la sesión práctica y, al
acabar el curso, encargar a un técnico un ajuste y revisión general de los mismos.
6- No forzar nunca los tornillos giratorios del microscopio (macrométrico, micrométrico,
platina, revólver y condensador).
7- El cambio de objetivo se hace girando el revólver y dirigiendo siempre la mirada a la
preparación para prevenir el roce de la lente con la muestra. No cambiar nunca de objetivo
agarrándolo por el tubo del mismo ni hacerlo mientras se está observando a través del ocular.
8- Mantener seca y limpia la platina del microscopio. Si se derrama sobre ella algún líquido,
secarlo con un paño. Si se mancha de aceite, limpiarla con un paño humedecido en xilol.
9- Es conveniente limpiar y revisar siempre los microscopios al finalizar la sesión práctica y, al
acabar el curso, encargar a un técnico un ajuste y revisión general de los mismos.
MANTENIMIENTO Y PRECAUCIONES

57. Utiliza un haz de electrones para producir la imagen.
Permite conocer la ultraestructura de las células y de la matriz extracelular
Filamento Calentado
Lente Magnética
Espécimen
Lente Objetivo
Lente Proyector
Imagen sobre Pantalla
Fluorescente

58. El haz de electrones no atraviesa la muestra, sino que choca contra su superficie.
Permite una gran magnificación de las imágenes.
Pantalla
Visora
Filamento Calentado
Lente
Rayo Deflector
Lente
Detector

59. Resina Epon / 1
μm
Azul de toluidinan

61. PREGUNTAS…..