3. iii
Résumé
L’utilisation du panic érigé amendé avec du biochar et/ou inoculé avec des
rhizobactéries, pour produire de l’énergie, pourrait permettre de réduire les gaz à effets de
serre. Afin d’évaluer les effets de ces amendements sur le contenu en carbone (C) de la
plante et du sol, un essai a été mis en place sur un loam sableux à St-Augustin-de-
Desmaures, selon un plan en tiroirs répété 3 fois avec en parcelles principales, un traitement
de biochar de 10 Mg MS ha-1
et un traitement sans biochar, et en sous-parcelles, 3 doses
d’azote ( 0, 25, 50 kg ha-1
) et 2 traitements d’inoculation bactérienne. L’apport d’engrais
minéral azoté a augmenté significativement le rendement en biomasse aérienne et en C lors
de la 2e
année de croissance. Le biochar et l’inoculation n’ont eu aucun effet sur la
biomasse aérienne du panic et un effet marginal sur la biomasse racinaire. Aucun effet
significatif n'a été observé sur le contenu en C du sol.
4.
5. v
Abstract
The use of switchgrass (Panicum virgatum L.) amended with biochar and/or
rhizobacteria to produce energy, could potentially be a solution to reduce greenhouse gases
and contribute to increase carbon (C) sequestration in soil. In this experiment, switchgrass
was treated with biochar and N-fixing and P-solubilising bacteria in a split-plot
experimental design. To assess the C dynamics in switchgrass production, the experiment
was established on a sandy loam in St-Augustin-de-Desmaures near Quebec. A biochar
treatment of 10 Mg of dry matter per hectare and treatments without biochar has been used
as main plots, while three nitrogen rates (0, 25 and 50 kg ha-1
) and treatments of bacterial
inoculation were installed as sub-plots. The mineral nitrogen fertilizer significantly
increased the aboveground biomass yield and C after two years of growth. A small positive
effect of biochar (p=0,08) increase root C. Soil C was not affected by any treatment after
two years of growth.
6.
7. vii
Table des matières
Résumé.................................................................................................................................. iii
Abstract...................................................................................................................................v
Table des matières ............................................................................................................... vii
Liste des tableaux...................................................................................................................ix
Liste des figures.....................................................................................................................xi
Liste des abréviations.......................................................................................................... xiii
Remerciements................................................................................................................... xvii
1. Introduction.....................................................................................................................1
2. Revue de littérature.........................................................................................................3
2.1 Panic érigé.................................................................................................................3
2.2 Le rendement en carbone du panic érigé ..................................................................7
2.3 Amendement minéral azoté ....................................................................................16
2.4 Amendement en biochar .........................................................................................17
2.5 Stratégie d’inoculation microbienne.......................................................................26
2.6 Récapitulatif............................................................................................................30
3. Hypothèses et objectifs .................................................................................................33
4. Matériel et méthodes.....................................................................................................35
4.1 Site expérimental ....................................................................................................35
4.2 Plan expérimental ...................................................................................................36
4.3 Amendement en biochar .........................................................................................37
4.4 Stratégie d’inoculation microbienne.......................................................................38
4.5 Amendement minéral..............................................................................................39
4.6 Implantation du panic érigé ....................................................................................39
4.7 Évaluation du rendement en C du panic érigé et de la variation du contenu en C du
sol..................................................................................................................................40
4.8 Analyses statistiques...............................................................................................47
5. Résultats et discussion ..................................................................................................49
5.1 Rendement en carbone de la biomasse aérienne.....................................................49
5.2 Rendement en carbone de la biomasse racinaire ....................................................55
5.3 Variation du contenu en carbone du sol sous la culture de panic érigé ..................60
Conclusion ........................................................................................................................65
Bibliographie ........................................................................................................................67
Annexe A - Schéma du dispositif expérimental ...................................................................81
Annexe B - Sommaire des interventions agronomiques.......................................................82
Annexe C - Données météorologiques .................................................................................84
Annexe D - Résistance à l’abrasion du biochar....................................................................85
Annexe E - Contenu en carbone des sols échantillonnés......................................................86
8.
9. ix
Liste des tableaux
Tableau 1: Description morphologique du panic érigé...........................................................3
Tableau 2: Rendement et séquestration en carbone de différents cultivars de panic érigé
(Iowa, États-Unis d’Amérique; 1998 à 2001).................................................................9
Tableau 3: Rendement de la biomasse racinaire et de la séquestration en carbone du panic
érigé pour 3 intervalles de profondeur sur 2 années de croissance (Fredericton,
Nouveau-Brunswick)....................................................................................................11
Tableau 4: Biomasse racinaire de 8 variétés de panic érigé sur 75 cm de profond observée à
la quatrième année de production. ................................................................................12
Tableau 5 : Séquestration en carbone de 8 variétés de panic érigé sur 75 cm de profond
observée à la quatrième année de production. ..............................................................12
Tableau 6: Caractéristiques de 4 biochars (pyrolyse lente à 500°C) et du charbon actif. ....24
Tableau 7: Résumé des mécanismes possibles par lesquels l’abondance microbienne est
affectée par des ajouts de certains biochars dans le sol ................................................25
Tableau 8: Analyses de sol provenant d’échantillons récoltés lors de l’année 2009............36
Tableau 9: Granulométrie du biochar appliqué dans les parcelles principales.....................38
Tableau 10: Rendements moyens en matière sèche de la biomasse aérienne selon différents
amendements ................................................................................................................49
Tableau 11: Rendement en carbone de la biomasse aérienne selon différents amendements
......................................................................................................................................50
Tableau 12: Rendements moyens en matière sèche de la biomasse racinaire selon différents
amendements ................................................................................................................55
Tableau 13: Rendement en carbone de la biomasse racinaire selon différents amendements
......................................................................................................................................56
Tableau 14: Variation du contenu en carbone du sol selon différents amendements pour les
saisons de croissance 2010 et 2011 pour la profondeur 0-10 cm. ................................60
Tableau 15: Variation du contenu en carbone du sol selon différents amendements entre
l’automne 2010 et le printemps (pertes hivernales) ainsi que le bilan de croissance du
printemps 2010 à l'automne 2011 pour la profondeur 0-10 cm....................................61
Tableau 16: Portrait des interventions et des mesures effectuées au champ en 2010 ..........82
Tableau 17: Portrait des interventions et des mesures effectuées au champ en 2011 ..........83
Tableau 18: Moyennes de température et de précipitation pour les saisons de production
2010 et 2011 provenant de la station météo de la ferme expérimentale de l’Université
Laval (Saint-Augustin-de-Desmaures, Québec) et moyennes 30 ans (1971-2000)
enregistrées par Environnement Canada à la station de l’aéroport international Jean-
Lesage (à moins de 10 km du site expérimental de Saint-Augustin-de-Desmaures) ...84
Tableau 19: Contenu en carbone des sols en fonction du temps (0-15 cm; printemps 2010 et
0-10 cm; printemps 2011, automnes 2010 - 2011) .......................................................86
10.
11. xi
Liste des figures
Figure 1: Illustration de Panicum virgatum L.........................................................................4
Figure 2: Séquestration en carbone pour la culture de panic érigé, de saule et de maïs.........7
Figure 3: Le biochar et autres produits de la conversion thermique en fonction de la
biomasse disponible et de la technologie utilisée. ........................................................19
Figure 4: CEC de différents biochars ...................................................................................21
Figure 5: Présentation des prémisses à la base du projet de recherche.................................31
Figure 6: Méthode d’épandage du biochar avant l’incorporation.........................................38
Figure 7: Instrumentation et échantillonnage des traitements d’intérêt (figure non à
l’échelle) .......................................................................................................................40
Figure 8: Tarrière utile au carottage et prélèvement des couches 0-15 et 15-30 cm de
racines ...........................................................................................................................43
Figure 9: Lavage manuel (à gauche) et broyage des racines (à droite) ................................44
Figure 10: Prélèvement des échantillons de sol pour déterminer la variation dans le temps
du contenu en C du sol..................................................................................................46
Figure 11: Prélèvement sous la culture des cylindres à 15 cm de profondeur dans le sol....47
Figure 12: Rendement en C du panic érigé ayant reçu un amendement minéral azoté à la
deuxième année de production. ....................................................................................53
Figure 13: Rendement en C du panic érigé avec collet pour la deuxième année, ayant reçu
un amendement de biochar. ..........................................................................................58
Figure 14: Plan du dispositif expérimental installé à Saint-Augustin-de-Desmaures en 2009
Où: RFCP-P: solubilisant le phosphore; RFCP-N: rhizobactéries fixatrices d’azote;
RFCP N+P: mélange des rhizobactéries.......................................................................81
Figure 15: Résultats des tests de résistance à l’abrasion du biochar ....................................85
12.
13. xiii
Liste des abréviations
ρ : Masse volumique apparente
BFN : Bactéries fixatrices d’azote
BT: Basse-terre
C : Carbone
CEC: Capacité d’échange cationique
CO2: Dioxyde de carbone
CRE : Capacité de rétention en eau
N2: Diazote atmosphérique
N2O: Protoxyde d’azote
NH3: Ammoniaque
GEN: Gain d’énergie net
GES: Gaz à effet de serre
HT: Haute-terre
PAH : Hydrocarbures aromatiques polycycliques
RFCP: Rhizobactéries favorisant la croissance des plantes
UTM: Unités thermiques maïs
17. xvii
Remerciements
Je tiens en premier lieu à remercier Anne Vanasse et Suzanne Allaire pour leurs
conseils et soutien. Elles ont fait de ce travail une belle expérience de croissance
professionnelle et personnelle! Mes remerciements s’adressent également à tous les
membres de l’équipe du laboratoire : Benjamin Dufils, Claudia Sylvain, Sébastien Lange,
Marie-Pierre Amyot, Samuel Richard et Jennifer Granja. De plus, j’aimerais remercier
Valérie Bélanger, Annie Brégard, Marie-Noëlle Thivierge, Steffi-Anne Béchard Dubé et
Gabriel Leblanc pour leur aide précieuse. Chacune de ces personnes a collaboré au progrès
de cette recherche en faisant preuve de professionnalisme et d’humanité. J’aimerais
remercier également John MacKay, Martin Anders Bolinder ainsi que Steeve Pepin pour
leurs conseils.
Je tiens à exprimer toute ma gratitude à ma famille, spécialement à mes parents,
mon frère et mes amis pour leur support inconditionnel. Enfin, je voudrais remercier ma
compagne Charlotte Oriol pour son sourire et ses encouragements si importants pour moi
dans la vie de tous les jours!
18.
19. 1
1. Introduction
Au début des années 2000, le Groupe d’experts intergouvernemental sur l’évolution
du climat a déterminé que l’augmentation de la concentration en dioxyde de carbone (CO2)
de l’atmosphère était la cause principale du réchauffement planétaire (GIEC, 2001). Cette
concentration en CO2 dans l’atmosphère continue d’augmenter. Elle est principalement
expliquée par la combustion de carburants fossiles utilisés par l’homme ainsi que par les
changements d’affectation des terres (Barker et coll., 1996 ; GIEC, 2001). Parmi les
solutions envisagées pour répondre à cette problématique, on retrouve le recyclage et la
séquestration du C dans le sol via certaines plantes vivaces et l’utilisation de plantes pour la
production d’énergie en remplacement aux carburants fossiles.
Au Québec, la production de panic érigé sert principalement de litière pour les
animaux, mais avec l’augmentation de l’intérêt pour l’énergie verte, elle peut aussi être
dirigée vers la transformation en granules pour la combustion. Une unité d’énergie fossile
serait suffisante pour produire 14 unités d’énergie thermique sous forme de granules de
panic érigé (CRAAQ, 2008). Cette plante apparaît comme une culture énergétique à bon
potentiel et la mise en place de systèmes de production de panic érigé pourrait s’inscrire
comme moyen de séquestration du C et de réduction des émissions de gaz à effet de serre
(CRAAQ, 2008; REAP, 2012). Cependant, la production de panic érigé, comme beaucoup
de culture à vocation énergétique, est généralement jumelée à l’application d’engrais
minéral azoté (Martel, 2010). Cette pratique a pour effet de libérer des gaz à effet de serre
(GES) comme le protoxyde d’azote (N2O) et le CO2 (Bohlool et coll., 1992;
Lee et coll., 2006; Smil, 1999; Socolow, 1999; Vitousek et coll., 1997). De plus, l’engrais
minéral requière passablement d’énergie et émet des gaz à effet de serre lors de sa
fabrication.
20. 2
Il apparaît donc essentiel de développer des alternatives aux engrais minéraux pour
répondre aux besoins des cultures, améliorer le bilan énergétique et réduire les émissions de
GES. L’utilisation du biochar (matière organique pyrolysée), comme amendement au sol,
pourrait représenter une de ces alternatives et permettre d’augmenter la productivité des
plantes tout en favorisant la séquestration du C dans le sol (Sohi et coll., 2010). Le panic
érigé pourrait aussi être inoculé avec des rhizobactéries fixatrices d’N atmosphérique afin
de limiter les intrants azotés nécessaires pour la production. Par leurs impacts sur la
rhizosphère et la croissance de la culture, les rhizobactéries favoriseraient la croissance
végétale (Rodriguez-Diaz et coll., 2008).
L’intérêt de cette étude est de quantifier l’effet de ces amendements sur le
rendement de la plante, sa teneur en C et celle du sol. Ces amendements ainsi qu’un apport
d’engrais minéral azoté sont appliqués à la culture pérenne selon différentes approches dans
un contexte de production en climat continental froid et humide. Pour réaliser cet objectif,
la teneur en C en lien avec les rendements de la biomasse aérienne et racinaire a été
mesurée après 2 ans de croissance. De plus, la variation du contenu en C du sol a été
quantifiée pour la durée de l’expérimentation.
21. 3
2. Revue de littérature
2.1 Panic érigé
2.1.1 Morphologie et physiologie
Le panic érigé est une plante pérenne indigène d’Amérique du Nord, connue des
agriculteurs depuis relativement longtemps. Le panic érigé, le barbon de Gérard
(Andropogon gerardi Vitman) et l’herbe des Indiens (Sorghastrum nutans L. Nash) étaient
les 3 poacées indigènes dominantes des prairies à herbes hautes avant la colonisation
(Samson, 2007). Ce n’est qu’au début des années 1980 que le panic érigé a été identifié
comme une plante ayant un fort potentiel énergétique par le département américain de
l’énergie. Quelques années plus tard (1991), cette culture a été introduite au Canada
(Samson, 2007). Depuis, l’utilisation du panic érigé continue de progresser en raison de ses
caractéristiques morphologiques et physiologiques intéressantes pour la culture
bioénergétique (tableau 1 et figure 1).
Tableau 1: Description morphologique du panic érigé
Caractère Description
Port de la plante Grandes tiges dressées; longs rhizomes
écailleux
Hauteur 0,5-3,0 m
Gaine de la feuille Ronde, glabre et rouge violacée
Limbe Plat, allongé; 6-12 mm de large, veiné
Ligule Membraneuse; 1,5-3,5 mm de long, velue
Inflorescence Panicule ouverte; 15-55 cm de long
Épillet Multiple, porté sur de longues ramifications
Source : adapté de Best et Campbell., 1971; Ker, 2012
22. 4
En se basant sur les études de l’institut Resource Efficient Agricultural Production
Canada (REAP, 2012), le panic érigé a été recommandé parmi les cultures à utiliser
comme biomasse énergétique. Les avantages de cette culture sont listés ci-dessous:
Capte l’énergie solaire efficacement;
Nécessite peu d’énergie fossile pour sa production;
Requiert peu d’intrants, tels que les engrais et pesticides, pour sa croissance;
Possède une bonne conversion énergétique.
Figure 1: Illustration de Panicum virgatum L.
Source: Best et Campbell., 1971
Comme pour le maïs, cette plante possède un métabolisme en C4, c’est-à-dire
qu’elle est pourvue d’un système photosynthétique ayant une voie d’assimilation du C
différente des plantes en C3 ; soit une activité photorespiratoire nulle ou très faible et une
meilleure capacité d’utilisation de l’eau (Samson, 2008). Bien que tous 2 en C4, le panic
23. 5
érigé se distingue du maïs puisqu’il n’est pas destiné à un usage alimentaire. Il possède une
bonne capacité d’adaptation aux terres marginales et dispose d’un potentiel économique et
environnemental intéressant en bande riveraine (Nature Québec, 2009). Le panic érigé peut
utiliser efficacement les éléments nutritifs transportés par l’érosion et le lessivage
(Nature Québec, 2009; Samson, 2007). Cette capacité s’explique sans doute en partie grâce
à son système racinaire développé, pouvant aller jusqu’à 3,3 mètres dans le sol
(Ma et coll., 2000).
Enfin, la culture de panic érigé possède un bon taux de conversion énergétique. La
production annuelle d’énergie du panic érigé est de 160 GJ ha-1
comparativement à
110 GJ ha-1
pour le maïs et de 45 GJ ha-1
pour le soya (Samson, 2008). La fabrication de
granules, n’utilisant que 10 GJ ha-1
, les 160 GJ ha-1
captés du soleil deviennent 150 GJ ha-1
obtenus en gain d’énergie net (GEN) (Nature Québec, 2009). À titre comparatif, la
production d’éthanol-maïs obtient un GEN de 15 GJ ha-1
(Samson, 2008). Le produit final
sous forme de granules a une valeur calorifique de 18 à 19 GJ Mg-1
qui est semblable à
celle du bois (20 GJ Mg-1
) (CRAAQ, 2008).
24. 6
2.1.2 Variétés de panic érigé
Le but de cette section n’est pas de fournir un portrait global de la culture de panic
érigé, mais bien d’offrir une vue d’ensemble en lien avec sa séquestration en C. Une
description plus détaillée de la culture accompagnée de recommandations agronomiques est
présentée dans les références suivantes : Martel et Perron, 2008; Parrish et John, 2005 et
Samson, 2007.
Les variétés de panic érigé sont classées en 2 catégories : basse-terre (« lowland »)
et haute-terre (« upland »). Le type basse-terre (BT) a été historiquement développé dans
les conditions de plaines inondables alors que l’écotype haute-terre (HT) se développe
principalement en milieu plus sec. Les rendements du panic érigé de type BT sont
généralement élevés, mais cet écotype est beaucoup plus sensible à la mortalité hivernale
(Samson, 2007). Au Québec, les variétés HT de l’est des États-Unis d’Amérique sont
généralement choisies comparativement aux HT de l’ouest des États-Unis. Cela s’explique
par leur bonne résistance aux maladies et aux conditions environnementales du Québec
(Samson, 2007).
Plusieurs essais ont été réalisés au Québec de 2002 à 2007 sur 6 cultivars de panic
érigé : Cave in Rock, Dakotah, Forestburg, Common 1, Shelter et Sunburst
(Martel et Perron, 2008). Ces expériences ont permis d’identifier les mauvaises herbes
problématiques et de faciliter le choix d’un cultivar adapté aux conditions du Québec. Lors
de ces essais, le cultivar Cave in Rock a démontré le meilleur potentiel de croissance pour
les zones ayant plus de 2250 unités thermiques maïs (UTM). La variété Cave in Rock fait
partie du type HT et demeure la variété la plus utilisée dans la partie nord-est de
l’Amérique du Nord puisqu’elle démontre des rendements plus élevés (Samson, 2007). Elle
croit généralement mieux dans les sols ayant un pH de 6,0 et plus (Samson, 2007).
25. 7
2.2 Le rendement en carbone du panic érigé
Il existe plusieurs ouvrages relatifs à la séquestration en C de la culture de panic
érigé (Frank et coll., 2004; Liebig et coll., 2008; Zan et coll., 2001). La figure 2 est un
exemple de travail illustrant la séquestration en C d’une culture de panic érigé
(Cave in Rock), de saule et de maïs dans le sud du Québec. Pour le panic érigé, les résultats
ont été obtenus à Sainte-Anne-de-Bellevue près de Montréal sur un loam sableux fin de
série Chicot.
Figure 2: Séquestration en carbone pour la culture de panic érigé, de saule et de maïs
Source: adapté de Zan, 1998
Sur la figure 2, il est possible de voir la séquestration en C pour la troisième saison
de croissance du panic érigé. Elle a été de 6 Mg C ha-1
pour la biomasse aérienne. De cette
portion 4,5 Mg C ha-1
ont été récoltés, environ 1,5 Mg C ha-1
ont été perdus lors de cette
opération et 1 Mg C ha-1
a été accumulé au sol pendant la saison sous forme de litière. La
26. 8
séquestration en C de la biomasse racinaire est décrite en fonction de la profondeur. Ainsi
3,1 Mg C ha-1
ont été accumulés par les racines sur 60 cm de profondeur. Les résultats pour
le saule et le maïs sont également présentés et permettent de comparer le potentiel de
séquestration en C de ces cultures avec le panic érigé. Bien que non présentée dans la figure
2, l’étude de Zan (1998) comporte également des informations relatives à la variation du C
du sol sous la culture. En effet, différents apports en C (ex. rhizodépositions) peuvent être
apportés au sol par les racines alors qu’en parallèle, à la suite de la minéralisation de la
matière organique, du C est perdu sous forme gazeuse (CO2). Ces derniers aspects ne sont
que des exemples illustrant la complexité d’une évaluation complète de la séquestration en
C d’une culture et d’un écosystème.
Lors de l’évaluation d’une séquestration en C, il importe de considérer s’il s’agit
d’une culture annuelle ou pérenne et d’évaluer les périodes de rotation. La séquestration en
C doit être quantifiée en regard de l’échelle de temps et de gestion agronomique. Le panic
érigé est récolté tous les ans alors que le saule est récolté tous les 2, 3 ou 4 ans selon les
rendements. De plus, pour les cultures pérennes, le développement d’un système racinaire
varie selon le nombre d’années depuis l’établissement. En bref, il importe de bien connaître
la culture et de considérer l’évaluation de chacune des portions du système de production
lors du suivi du C.
2.2.1 Le rendement en carbone de la biomasse aérienne
Le panic érigé produit annuellement entre 8 à 12 Mg MS ha-1
au sud-ouest du
Québec (CRAAQ, 2008) et peut être productif pendant plus de 15 ans (Martel, 2010). La
majeure partie de sa biomasse est produite durant les mois de juin à août. Celle-ci est
constituée d’une importante quantité de tiges et de racines ramifiées (Martel, 2010). La
biomasse possède généralement une teneur en C moyen variant entre 43 et 45 % de la MS
(masse/masse) (Liebig et coll., 2008). La portion aérienne est influencée par différents
facteurs comme la gestion de coupe ou le stade de développement
(Kiss Trócsányi et coll., 2009). D’autres facteurs comme le cultivar, le site et les conditions
météorologiques ont un impact sur les rendements (tableau 2).
27. 9
Tableau 2: Rendement et séquestration en carbone de différents cultivars de panic érigé
(Iowa, États-Unis d’Amérique; 1998 à 2001)
Cultivar Écotype
Rendement Séquestration en C*
Mg MS ha-1
Mg C ha-1
Alamo BT 12,1 5,4
Blackwell HT 8,3 3,7
Cave in Rock HT 9,3 4,2
Caddo HT 7,8 3,5
Carthage BT 9,9 4,5
Forestburg HT 6,9 3,1
Kanlow BT 13,1 5,9
Pathfinder HT 7,3 3,3
Shawnee HT 8,8 4,0
Shelter HT 8,3 3,7
Sunburst HT 6,8 3,1
Trailblazer
Moyenne
HT
-
7,9
8,8
3,6
4,0
* Teneur en C estimée à 45 % MS (Liebig et coll., 2008)
Source: adapté de Sharma et coll., 2003
Un peu plus au nord dans la région de Fredericton au Nouveau-Brunswick,
Bolinder et coll. (2002) ont évalué la biomasse aérienne du panic érigé. Les auteurs ont
obtenu des rendements de 6,91 Mg MS ha-1
pour la deuxième année de croissance et de
6,21 Mg MS ha-1
pour la troisième année. Ces résultats jumelés à une estimation de teneur
en C de 45 % (Liebig et coll., 2008) donnent une séquestration en C d’environ
3,11 Mg C ha-1
pour la deuxième année et de 2,79 Mg C ha-1
pour la troisième année. Dans
cette expérience, les parcelles de l’étude ont été amendées à la deuxième et la troisième
année de production au taux de 50 kg N ha-1
en pré levée et au taux de 40 kg N ha-1
après la
première des 2 récoltes saisonnières.
À Sainte-Anne-de-Bellevue au Québec, Girouard et coll. (1999b) ont obtenu une
séquestration en C de la biomasse aérienne de Cave in Rock de 5,53 Mg C ha-1
. À l’instar
de Zan (1998) (voir figure 2), les sites ont été amendés chaque année avec de l’urée au taux
28. 10
de 50 kg N ha-1
à l’exception d’un des sites qui a reçu une dose supplémentaire de
25 kg N ha-1
pour combler une carence (Girouard et coll., 1999b).
2.2.2 Le rendement en carbone de la biomasse racinaire
Les racines du panic érigé peuvent s’étendre jusqu’à 3,3 mètres de profond dans le
sol (Ma et coll., 2000) et peuvent contribuer selon certaines études jusqu’à 84 % de la
biomasse totale de la plante lorsque le collet (la base du plant) est considéré avec les racines
(Frank et coll., 2004). À l’intérieur des racines, le panic érigé possède de grandes réserves
d’hydrates de C pour son métabolisme et sa croissance au printemps (Samson, 2007). La
plante régénère ses réserves en remplaçant les racines mortes ou en décomposition par de
nouvelles racines (Weaver et Zink, 1946). Des expérimentations en laboratoire ont
démontré une décomposition relativement lente des racines du panic érigé, lorsque
comparée à d’autres racines provenant de cultures annuelles (Johnson et coll., 2007).
L’évaluation de la longueur racinaire (cm cm-3
de sol), de la densité racinaire
(mg cm-3
) et du diamètre moyen (mm) permet d’obtenir de l’information pertinente en
rapport avec la capacité d’absorption en eau et en éléments nutritifs de la plante
(Ma et coll., 2000). Les paramètres racinaires sont influencés par la disponibilité des
éléments nutritifs, le type de sol et les pratiques agricoles (Ma et coll., 2000).
Bolinder et coll. (2007) présentent une synthèse de nombreuses études en lien avec
l’établissement de ratios tiges/racines pour certaines cultures agricoles (tableau 3). Ces
résultats ont été jumelés à des estimations de teneurs en C de 45 % (Liebig et coll., 2008),
ce qui permet d’obtenir la séquestration en C. Les résultats obtenus pour la deuxième année
de croissance sont similaires à ceux présentés par Zan, 1998 (figure 2) correspondant à la
troisième année de production. Les résultats de séquestration en C de la troisième année,
calculé à partir des rendements de Bolinder et coll. (2002), sont supérieurs à ceux de
Zan (1998) d’un peu plus de 2,7 Mg C ha-1
.
29. 11
Tableau 3: Rendement de la biomasse racinaire et de la séquestration en carbone du panic
érigé pour 3 intervalles de profondeur sur 2 années de croissance (Fredericton, Nouveau-
Brunswick).
Stade de développement Profondeur Rendement
Séquestration en
carbone
Année de croissance cm Mg MS ha-1
* Mg C ha-1
2e
0-15 3,35 1,51
15-30 2,05 0,92
30-45 0,34 0,15
Total 5,74 2,58
3e
0-15 9,36 4,21
15-30 1,92 0,86
30-45 0,69 0,31
Total 11,97 5,38
* Exprimé en MS sans cendre
Source : adapté de Bolinder et coll., 2002
Une étude réalisée sur le panic érigé indique que le déploiement racinaire chez le
panic érigé s’effectue majoritairement dans les 0-30 cm où 75 % de la biomasse racinaire se
développe (McLaughlin et Kszos, 2005). Le tableau 3 indique une plus grande proportion
de racines dans la zone 0-15 cm. Bransby et coll. (1998) ont étudié la biomasse racinaire de
8 variétés de panic érigé à intervalle de 15 cm sur une profondeur de 75 cm (tableau 4) sur
un loam sableux. Aucune différence significative de biomasse racinaire totale n’a été
observée entre les cultivars. En général, 68 % des racines ont été retrouvées dans
l’intervalle 0-15 cm et 87 % dans l’intervalle 0-30 cm. Les proportions de racines en
fonction de la profondeur ont été différentes d’une variété à l’autre (P<0,01), mais n'ont pas
été corrélées à la production de la biomasse aérienne qui différait également d’une variété à
l’autre (Bransby et coll., 1998).
30. 12
Tableau 4: Biomasse racinaire de 8 variétés de panic érigé sur 75 cm de profond observée à
la quatrième année de production.
Intervalle d’échantillonnage (cm de la surface)
Variété 0-15 15-30 30-45 45-60 60-75 Total
Mg MS ha-1
Alamo 4,17 1,20 0,70 0,50 1,11 7,68
Blackwell 5,13 1,36 0,49 0,32 0,32 7,62
Cave in Rock 3,71 0,97 0,62 0,49 0,46 6,25
Kanlow 3,21 1,39 0,84 0,69 0,65 6,78
Kansas Native 3,27 1,30 0,43 0,39 0,50 5,89
Pathfinder 7,14 1,38 0,63 0,61 0,64 10,4
Summer 4,50 1,34 0,75 0,62 0,37 7,58
Trailblazer 3,25 1,02 0,62 0,52 0,74 6,15
Source: Bransby et coll., 1998
Ces résultats jumelés à une teneur en C de 45 % (Liebig et coll., 2008) permettent
d’obtenir la séquestration en C des racines de ces 8 variétés (tableau 5).
Tableau 5 : Séquestration en carbone de 8 variétés de panic érigé sur 75 cm de profond
observée à la quatrième année de production.
Intervalle d’échantillonnage (cm de la surface)
Variété 0-15 15-30 30-45 45-60 60-75 Total
Mg C ha-1
Alamo 1,88 0,54 0,32 0,23 0,50 3,47
Blackwell 2,31 0,61 0,22 0,14 0,14 3,42
Cave in Rock 1,67 0,44 0,28 0,22 0,21 2,82
Kanlow 1,44 0,63 0,38 0,31 0,29 3,05
Kansas Native 1,47 0,59 0,19 0,18 0,23 2,66
Pathfinder 3,21 0,62 0,28 0,27 0,29 4,67
Summer 2,03 0,60 0,34 0,28 0,17 3,42
Trailblazer 1,46 0,46 0,28 0,23 0,33 2,76
Source: adapté de Bransby et coll., 1998
Des différentes études discutées plus haut, plusieurs d’entre elles ne font pas
mention de la présence de collet à l’interface tige/racine lors du calcul de la biomasse
racinaire totale. Frank et coll. (2004) définissent le collet comme la portion de tissus
31. 13
restante à la suite de la coupe des tiges et des racines. Cette portion est parfois absente dans
certaines études (Girouard et coll., 1999b; Zan., 1998) et parfois présente en grande
quantité (Frank et coll., 2004). Selon ces derniers auteurs, le collet contient environ 50 %
du C de la plante.
Suivant cette observation, il est possible que le collet soit présent en proportions
plus ou moins grandes en fonction du site, de la variété de panic érigé et/ou de la gestion
agronomique. En ce qui concerne le site, les sols sableux permettent aux racines de se
propager et permettent aux plants de taller plus facilement que dans les sols argileux
denses. Dans son étude, Erin (2012) présenta différentes valeurs de séquestration en C de
biomasse racinaire du panic érigé. Sur les 4 sites à l’étude, il a été observé que les plants de
panic érigé étaient dépourvus de collet sur un site alors que la séquestration en C des collets
des 3 autres sites ont été de 2,67 ± 0,51; 6,96 ±2,31 et 8,77 ± 1,23 Mg C ha-1
. L’observation
attentive de cette portion semble donc un élément non négligeable lors de l’évaluation de la
séquestration en C de la culture.
2.2.3 Variation du carbone du sol en culture de panic érigé
Le stock de C du sol est généralement lié à celui en matière organique
(Arrouays et Pelissier, 1994). Le taux de matière organique du sol est fonction de
l’équilibre entre l’oxydation du sol et les apports annuels de C (Bolinder et Angers, 1997).
Les 2 sources majeures d’apport de C au sol proviennent des résidus des cultures et peuvent
être divisés en 2 catégories : aérienne (paille, chaume et débris de surface) et souterraine
(renouvellement et évolution des racines mortes, exsudats) (Bolinder et coll., 2002). La
culture de panic érigé est responsable de différents apports de C au sol via la biomasse
racinaire elle-même et ses rhizodépositions (Frank et coll., 2004 ; Nature Québec, 2009 ;
Zan et coll., 2001). Il peut s’agir de petites molécules, de sucres, d’acides organiques
exsudés ou excrétés, de mucilages et de cellules mortes. Ce flux de composés transitoires
peut représenter de 5 à 20 % de la production primaire nette. Pour le panic érigé, certains
auteurs ont mesuré des accumulations de C allant jusqu’à une profondeur de 1,20 mètre
avec des augmentations généralement supérieures dans les 30 à 60 cm de profondeur
32. 14
(Liebig et coll., 2005). Outre ces facteurs, le type de sol, le cultivar, la disponibilité des
éléments nutritifs et les précipitations ont également une influence sur les gains et pertes en
C du sol (Bransby et coll., 1998, Ma et coll., 2000; Zan et coll., 1997). L’information
spécifique à la dynamique du C du sol sous la culture de panic érigé produit pour la
bioénergie est toutefois limitée (Liebig et coll., 2008).
Habituellement, un an après l’ajout de résidus de plantes au sol, la majorité du C
retourne vers l’atmosphère sous forme de CO2. Le 20 à 30 % restant est généralement
transformé sous forme de biomasse microbienne et en humus (Brady et Weil, 2008).
Frank et coll. (2004) ont évalué les pertes en C de la respiration du sol en culture de panic
érigé à près de 44 % du C contenu dans la biomasse totale des plants. L’orientation de ce
mémoire n’est pas de présenter les émissions de gaz à effet de serre provenant du sol ou de
la culture de panic érigé. Il importe cependant de considérer que cette production affecte les
réactions physiques et chimiques dans le sol de même que les échanges gazeux avec
l’atmosphère. Or, ces échanges contribuent aux variations du C du sol au même titre que les
apports en C provenant des amendements agricoles.
2.2.3.1 Démarche de suivi du contenu en carbone du sol en culture de panic érigé
Krull et coll. (2003) font état de plusieurs techniques élaborées pour mesurer
différents groupements de C organique du sol ayant différents temps de minéralisation. La
portion labile de la biomasse microbienne est très sensible aux changements de gestion
agricole comparativement au reste du C organique du sol. Pour distinguer les différentes
fractions, des groupements sont effectués selon le potentiel de minéralisation du C dans le
sol (actif, passif et lent) (Paul et coll., 2006). La fraction active, constituée de la biomasse
vivante, de particules de matière organique fraiche et de composés organiques labiles,
représente une source d’éléments nutritifs disponibles pour les plantes et la biomasse
microbienne (Brady et Weil, 2004; Stevenson et Cole, 1986). Cette fraction peut agir à titre
d'indicateur du changement de la teneur en C du sol en réponse aux pratiques agronomiques
(Stevenson et Cole, 1986). La fraction passive, formée de composés humiques stabilisés à
la suite de transformations chimiques et microbiennes et/ou protégée par association avec
33. 15
les argiles, est responsable d’une grande partie de la capacité d’échange cationique et de la
capacité de rétention en eau de la matière organique du sol (Brady et Weil, 2004). Cette
fraction est importante dans l’équilibre du C du sol à long terme (Stevenson et Cole, 1986).
Enfin, la fraction lente possède des propriétés intermédiaires par rapport aux fractions
actives et passives (Brady et Weil, 2004). L’étude de ces différentes fractions permet
d’améliorer l’exactitude des prédictions concernant la séquestration du C
(Olk et Gregorich, 2006; Six et coll., 2002). Elle permet d’éviter la tentative d’évaluation
de petits changements de contenu en C par rapport à un grand stock de C organique. Malgré
les avantages du fractionnement du stock de C du sol, il nécessite plus de ressources,
d’analyses de teneurs en C et certains défis. Pour cette raison, plusieurs auteurs évaluent
l’évolution du C total du sol à travers le temps. Dans tous les cas, un échantillonnage
intensif en terme de temps et d’échantillons récoltés est souvent nécessaire pour évaluer les
changements en C organique à la suite d'une modification de gestion agricole
(Garten et Wullscheleger, 1999).
Suivant l’analyse du C total pour la culture de panic érigé, Leibig et coll. (2008) ont
obtenu des augmentations moyennes en C organique par rapport au C initial de
1,1 Mg C ha-1
an-1
pour la profondeur 0-30 cm et de 2,9 Mg C ha-1
an-1
pour l’intervalle
0 à 120 cm. Une certaine variabilité entre les 10 sites à l’étude a été observée passant de
-0,6 à 4,3 Mg C ha-1
an-1
pour la profondeur 0-30 cm évaluée sur une période de 5 ans.
Dans le même genre d’étude, Girouard et coll. (1999b) obtinrent des variations de -8,3
Mg C ha-1
et de -14,3 Mg C ha-1
sur 2 ans pour l’intervalle 0-60 cm sur 2 sites distincts.
Dans un autre projet de recherche, Zan et coll. (1997) n’ont observé aucune augmentation
en C du sol 3 ans après l’établissement du panic érigé alors que 10 ans plus tard, le C du sol
était supérieur de 45 % pour la profondeur 0-15 cm et de 28 % pour la profondeur 15-
30 cm.
Ces résultats illustrent l’importance de l’intensité d’échantillonnage ainsi que de la
durée de la période d’évaluation. En effet, le contenu en C du sol varie presque toujours
d’un sol ou d’une parcelle expérimentale à l’autre. Goidts et coll. (2009) recommandent
une attention particulière aux sources d’erreurs incluant les analyses en laboratoire, la
34. 16
comparaison de sol ayant une masse apparente non équivalente et la variabilité spatiale et
temporelle du contenu en C organique du sol. Actuellement, il existe peu d’information
dans la littérature en ce qui concerne la séquestration en C du sol en production de panic
érigé recevant des amendements de biochar et/ou recevant une inoculation microbienne.
2.3 Amendement minéral azoté
2.3.1 Impacts d’un amendement minéral azoté sur les cultures et sur leur séquestration
en carbone
L’utilisation annuelle mondiale d’amendements azotés est d’environ 139 millions de
tonnes (FAO, 2008). Cette utilisation massive est responsable de plusieurs impacts
environnementaux et économiques (Bohlool et coll., 1992; Smil, 1999; Socolow, 1999;
Vitousek et coll., 1997). L’amendement minéral azoté actuellement recommandé pour la
production de panic érigé au Québec est de l’ordre de 50 à 60 kg N ha-1
an-1
(Martel, 2010).
Mongeau et Perreault (1999; non publié) ont mesuré lors de la première année
d’application, aucune différence significative entre les différentes doses de nitrate calcique
(27-0-0) suivantes : 0, 25, 50, 75 et 100 kg N ha-1
. À la deuxième année, une augmentation
de rendement a été obtenue avec les applications de 25, 50 et 75 kg N ha-1
en comparaison
avec le témoin de 0 kg N ha-1
. La dose de 100 kg N ha-1
a permis d’atteindre un rendement
supérieur à tous les autres traitements. En considérant le coût de l’engrais azoté en 2009, les
doses variant entre 50 et 75 kg N ha-1
ont permis d’atteindre un rendement économique
optimal.
Au Nebraska et en Iowa, Vogel et coll. (2002) indiquent une dose optimale se
situant à près de 120 kg N ha-1
. À cet effet, un manque de consensus entre les auteurs est
observé. Christian et coll. (2001) n’ont obtenu aucune réponse à l’azote pour 7 cultivars de
panic érigé au cours d’une période de 8 années alors que plusieurs auteurs (Martel, 2010;
Mongeau et Perreault, 2009; Vogel et coll 2002) ont observé une réponse positive aux
doses mentionnées plus haut. Brejda (2000) a réalisé une compilation provenant de
32 cultivars de panic érigé sur différents sites sous différents régimes azotés.
L'augmentation de rendement obtenue à la suite de l'application de l'azote est de
35. 17
0 à 6,2 Mg MS ha-1
comparativement au traitement témoin n’ayant rien reçu.
Parrish et John (2005) expliquent que cette variation obtenue entre les résultats provenant
de différentes études peut s’expliquer en fonction des sites étudiés et de la gestion choisie
(productions de fourrage, de litière pour les animaux ou de biomasse).
2.3.2 Impacts d’un amendement minéral azoté sur la dynamique du carbone du sol
La fertilisation minérale n’implique pas d’apports directs de C organique ou
inorganique dans le système, mais elle peut contribuer à accroître la teneur en matière
organique dans le sol en augmentant la productivité des cultures et par le fait même, la
quantité de résidus qui retourne au sol après plusieurs années de production
(Paustian et coll., 1997). Moran et coll. (2005) ont observé que les apports en N ont un
impact positif sur la transformation de résidus de culture et favorisent la formation de
matière organique stable dans le sol. L’azote du sol peut dans certains cas avoir un effet
d’activation favorisant la minéralisation de la matière organique du sol
(Schmitt et coll., 1991). Comparativement, certaines études ont démontré que la
minéralisation de la matière organique pouvait être limitée ou n’être pas affectée par les
amendements minéraux azotés (Bélanger et coll., 1999; Dolan et coll., 2006; Erin, 2012).
2.4 Amendement en biochar
Le biochar est généralement fabriqué par la pyrolyse (traitement thermique) de
biomasse résiduelle ou non dans un milieu ayant une faible teneur en oxygène (Sohi et
coll., 2010). La pyrolyse libère généralement du CO2, des gaz combustibles (H2, CO, CH4 ),
des huiles volatiles, des vapeurs goudronneuses et des résidus solides riches en C
(Sohi et coll., 2010). Si ces résidus solides sont utilisés afin d’amender le sol, cette dernière
portion est souvent appelée biochar (Sohi et coll., 2009). Elle représente une alternative
environnementale aux charbons fabriqués traditionnellement qui sont souvent associés,
selon la FAO (1985), à la pollution atmosphérique lors de leur production.
36. 18
L’intérêt pour cette technologie et l’amendement des sols en biochar a d’abord
débuté par l’inspiration des méthodes culturales de plusieurs anciennes civilisations qui
utilisaient cette technique sous des conditions plus rudimentaires. Ces communautés ont
donné naissance aux terra preta, terres noires très fertiles à haute teneur en C organique
(Sohi et coll., 2009). Ces terres, amendées avec divers amendements, dont le biochar, sont
retrouvées principalement en Amazonie (Brésil), en Équateur, au Pérou, en Afrique de
l’Ouest et dans la Savane de l’Afrique du Sud (Lehmann et coll., 2003). Elles ont des
propriétés intéressantes encore aujourd’hui et illustrent un potentiel intéressant pour
l’agriculture contemporaine.
Les biochars sont généralement poreux et de couleur foncée. Leurs autres
caractéristiques sont très variables selon la biomasse utilisée et la technologie de production
employée (Sohi et coll., 2010; Verheijen et coll., 2010) (figure 3). À titre d’exemple, le pH
du biochar est directement lié à la température de pyrolyse à laquelle il est fabriqué.
Kuwagaki et Tamura (1990) indiquent que le biochar passe d’un pH de 7,6 à 310 °C à un
pH de 9,7 à 850 °C alors que la pyrolyse à basse température (450 à 550ºC) permet
d’obtenir un produit ayant un pH avoisinant la neutralité (Lehmann, 2007).
37. 19
Figure 3: Le biochar et autres produits de la conversion thermique en fonction de la
biomasse disponible et de la technologie utilisée.
Source : Sohi et coll., 2010 adapté par Caron, 2011
2.4.1 Impacts du biochar sur les cultures et sur leur séquestration en carbone
Les effets positifs observés sur la croissance des plantes à la suite de l’application
de biochar pourraient ne pas être liés à un apport nutritif, mais à l’amélioration d’autres
propriétés du sol (Kimetu et coll., 2008). Indépendamment du biochar, il est connu que les
propriétés du sol peuvent avoir un impact sur la stabilité des rendements (Diaz-
Zorita et coll, 1999). Verheijen et coll. (2010) ont réalisé une revue de littérature utilisant
des données de 9 études en lien avec les effets du biochar sur les cultures incluant 13
différentes doses se situant entre 1,5 et 135,2 Mg MS ha-1
. La grande moyenne de cet
exercice semble indiquer une augmentation des rendements de 10 % à la suite de
l’application du biochar pour des doses entre 10 et 100 Mg MS ha-1
lorsque comparées au
38. 20
traitement témoin n’ayant rien reçu. La variabilité obtenue et l’absence d’effet de certaines
doses situées dans le même ordre de grandeur indiquent que la réponse des cultures au
biochar n’est pas corrélée linéairement aux quantités appliquées (Verheijen et coll., 2010).
Cette tendance a été décrite par Rondon et coll. (2007) qui a pu observer des effets positifs
du biochar pour la culture de haricot (Phaseolus vulgaris L.) jusqu’à une dose de 50 Mg
ha-1
. Dans cette expérience aucun effet n'a été observé pour la dose de 60 Mg ha-1
et la
culture a été affectée négativement à la suite de l’application de 150 Mg ha-1
de biochar. Il
est possible que les caractéristiques physiques et chimiques du biochar influencent les
doses nécessaires d'application.
L’évaluation de doses plus faibles et plus économiquement rentables
( ex. 10 Mg ha -1
) apparait comme une démarche visant l’atteinte des objectifs
d’augmentation des rendements tout en respectant les niveaux d’investissement
envisageable par les producteurs agricoles. Au Québec des essais de Husk et Major (2012)
sur le maïs fourrager, des mélanges d’autres plantes fourragères, le soya, le sarrasin, les
courges, les pommes de terre et les piments doux sont en cours depuis 2008. Dans la
majorité des cas, le biochar appliqué aux taux de 4 à 10 Mg ha-1
ont eu un effet neutre ou
positif de l'ordre d'environ 10% sur les rendements.
L’analyse des propriétés physiques et chimiques du biochar avant l’application aux
champs est nécessaire afin de mieux comprendre ses effets sur le sol et la culture. Certains
auteurs proposent l’évaluation de 7 caractéristiques permettant d’estimer les qualités
agronomiques des biochars: le pH, la teneur en composés volatils, le contenu en cendres, la
capacité de rétention en eau (CRE) Sohi et coll. (2010), la capacité d’échange cationique
(CEC) (Rivard, 1985), la masse volumique apparente (ρb), le volume des pores et la surface
spécifique (Okimori et coll., 2003). Certains de ces facteurs semblent plus importants que
d’autres. La CEC des biochars en fait partie. Elle est généralement plus élevée que celle de
l’ensemble des sols (Sohi et coll., 2009). Liang et coll. (2006) indiquent que les biochars
augmentent la CEC et diminuent les pertes en éléments nutritifs. Du point de vue
quantitatif, l’augmentation de la CEC du sol à la suite de l’application de biochar est
39. 21
variable et est fonction de la matière première utilisée pour sa fabrication ainsi que des
conditions de pyrolyse. Krull et coll. (2010) présentent différentes valeurs de CEC pour des
biochars provenant de diverses sources figure 4.
Figure 4: CEC de différents biochars
Note: Le nombre d’échantillons est présenté sur l’axe des abscisses et les différents
résultats de CEC (cmol(+)/kg à pH de 7) sont présentés sur l’axe des ordonnées.
Source: adapté de Krull et coll., 2010
Les résidus de culture semblent la meilleure matière première à utiliser pour
augmenter la CEC du sol. Cependant, le retrait des champs de la matière organique
provenant de ces résidus à des fins de production de biochar comme amendement n’est sans
doute pas la meilleure stratégie du point de vue du bilan énergétique. L’utilisation de
déchets et de résidus provenant des industries et des élevages apparait comme une solution
à vision plus holistique. Suivant cette stratégie, il importerait de considérer l’évolution des
valeurs de CEC au fil du temps. Il est toutefois relativement difficile d’établir les valeurs de
CEC d’une façon définitive puisque les biochars évoluent constamment sous l’action des
processus biotiques et abiotiques. (Lehmann et coll., 2003; Sohi et coll., 2009).
40. 22
Un autre facteur important du point de vue agronomique est la ρb des biochars.
Verheijen et coll. (2010) indiquent que le biochar a généralement une ρb plus faible
(ex. 0,4 g cm-3
) que celle d’un sol minéral (ex. 1,3 g cm-3
). Dans ce contexte, il est possible
que l’application de biochar puisse diminuer la ρb d’un sol. Verheijen et coll (2010) ont
chiffré la diminution de ρb entre 0,1 g cm-3
et 1,2 g cm-3
à la suite de une application de
100 Mg ha-1
de biochar de 0,4 g cm -3
à un sol de 1,3 g cm-3
. En revanche après un certain
temps, il est possible que le biochar se fractionne en se dégradant et finisse par remplir les
pores existants du sol tout en contribuant à augmenter la ρb. Ce phénomène est d’autant
plus probable si le biochar possède une faible résistance mécanique et se désagrège
facilement et rapidement en petites particules (Verheijen et coll., 2010). En résumé, le
biochar possède le potentiel d’augmenter ou de diminuer la ρb d’un sol en fonction de ses
caractéristiques. Les connaissances actuelles des effets du biochar sur les sols et les cultures
proviennent d’études de courte durée qui sont par la suite extrapolées à plus long terme
(Sohi et coll., 2010). Par ailleurs, certaines classes de composés toxiques peuvent être
produites pendant la production des biochars. Les dioxines et les hydrocarbures
aromatiques polycycliques (PAH) ont été identifiés parmi ces substances
(Sohi et coll., 2010).
41. 23
2.4.2 Impacts du biochar sur la dynamique du carbone du sol
Plusieurs mécanismes de stabilisation sont impliqués dans la protection de la
matière organique et de la séquestration en C du sol (Poirier, 2007). En général,
3 mécanismes principaux sont ciblés, soit la protection physique liée à l’agrégation, la
protection physico-chimique liée à l’adsorption aux surfaces spécifiques des minéraux et
enfin la protection biochimique des biomolécules carbonées (Rasse et coll., 2005;
Stevenson, 1994). La forme aromatique du C qui constitue les biochars est très stable. On la
qualifie d’humine aromatique, une forme difficilement dégradable par son rapport C/N
élevé (Sohi et coll., 2009). À cet effet, contrairement à la partie de C du soluble du biochar
cette portion de C ne serait pas utilisée comme source de C pour les processus de
respiration des micro-organismes (Sohi et coll., 2009; Verheijen et coll., 2010). Le tableau
6 présente les différentes analyses réalisées sur quelques biochars. L’observation des
résultats permet de constater les teneurs en C (masse/masse) en fonction des matières
primaires utilisées lors de la pyrolyse.
42. 24
Tableau 6: Caractéristiques de 4 biochars (pyrolyse lente à 500°C) et du charbon actif.
Source du biochar Caractéristiques du biochar
C (%) N (%) S C:N C:S pH
Panic érigé 60,5 2,06 0,20 30 350 9,4
Coque d’arachide 70,6 1,74 0,04 41 1203 9,6
Écorce de sapin* 77,8 0,44 0,06 176 1482 8,4
Pellet de bois 80,0 0,14 0,04 588 1855 7,4
Charbon actif** 87,3 0,47 0,80 186 114 9,1
*Sapin douglas (Pseudotsuga menziesii)
** Le charbon actif est ajouté aux analyses standards à titre comparatif
Source : Collins, 2008
L’information relative à la stabilité du C des biochars varie entre quelques centaines
d’années à au-delà de quelques milliers d’années. Au Québec, des études font mention de
plusieurs profils pédologiques qui contiennent des résidus de charbon provenant d’anciens
feux de forêt dans le nord de la province datant de plusieurs centaines d’années
(Filion et coll., 1991). Dans cette optique, le biochar pourrait être un outil pour stocker le C
de la matière première dans le sol à plus ou moins long terme. Dans un contexte de marché
du C, il est probable que les doses maximales acceptables appliquées soient variables selon
le type de biochar, selon le sol et enfin selon les conditions spécifiques des sites choisis.
Il est intéressant de constater que le biochar possède des effets de stimulation de la
microflore et de la microfaune du sol en raison de substrats, tels certains sucres, pouvant
être présents à la surface du biochar (Verheijen et coll., 2010). Cet effet serait cependant
temporaire. Une fois les sucres et le carbone soluble métabolisés, les fonctions du biochar
seraient davantage semblables à ceux des minéraux. Avec sa structure poreuse, il offrirait
un réseau utile pour la colonisation des micro-organismes tout en leur offrant une
protection contre la prédation Solaiman et coll. (2010). Cet aspect serait l’une des
caractéristiques principales permettant au sol amendé avec du biochar de maintenir une
biomasse microbienne supérieure comparativement aux sols non amendés
(Pietikäinen et coll., 2000; Verheijen et coll., 2010). Le tableau 7 illustre de quelle façon
certains biochars peuvent affecter les populations microbiennes qui à leur tour peuvent
43. 25
influencer la dynamique du C, comme par exemple, lors de la minéralisation de la matière
organique.
Tableau 7: Résumé des mécanismes possibles par lesquels l’abondance microbienne est
affectée par des ajouts de certains biochars dans le sol
Mécanismes Rhizobiums
Autres
bactéries
Champignons
mycorhiziens
Autres
champignons
Amélioration de
l’hydratation
+ + ? ? ou ±
Amélioration de la
disponibilité de P,
Ca, Mg et K
+ + - -
Amélioration de la
disponibilité de
micronutriments
+ + - ?
pH plus élevé + + ac ac
pH plus bas - - ac ac ou -
Sorption des
micro-organismes
ac + ac ac
Formation de
biofilm
+ + ? ?
Sorption de
composés
inhibiteurs
? + ? ?
+: Indique que l’abondance relative peut augmenter, mais ne représente pas nécessairement
de meilleures conditions de croissance
-: Indique une baisse d’abondance relative
ac: Aucun changement
?: Réaction non connue
Source: adapté de Lehmann et coll., 2011
44. 26
2.5 Stratégie d’inoculation microbienne
Les premières informations scientifiques relatives à l’utilisation du diazote
atmosphérique (N2) par les plantes ont été suggérées par Boussingault en 1838
(Aulie, 1970). Par la suite, il a été établi que de nombreuses bactéries fixatrices d’azote
(BFN) symbiotiques et associatives étaient impliquées dans ce phénomène (Ker, 2012). Le
groupe rhizobium est le groupe dominant de BFN symbiotiques dans les systèmes
agricoles. La colonisation de la plante hôte par ce groupe forme les nodules caractéristiques
des racines des légumineuses où se déroule la fixation du N2 (Beringer et coll., 1979;
Burris et Robertson, 1993). Bien que l’effet bénéfique du groupe rhizobium en association
avec les légumineuses soit connu, ces bactéries ne sont pas considérées dans le groupe des
rhizobactéries favorisant la croissance des plantes communément appelée «plant growth
promoting rhizobacteria» (RFCP ou PGPR). En effet, ces micro-organismes font partie de
ce groupe seulement lorsqu’ils sont associés avec des plantes non légumineuses
(Dobbelaere et coll., 2003). Les diazotrophes sont les principales RFCP. Elles sont
impliquées dans la fixation biologique de N et peuvent stimuler la croissance de plantes
non légumineuses (Antoun et coll., 1998).
Les diazotrophes vivent librement en milieu naturel à l’opposé des rhizobiums qui
ont besoin de la présence d’une plante en croissance pour fixer le N2. Les associations de
diazotrophes sont généralement catégorisées comme épiphytes (résidant dans la rhizosphère
du sol ou à la surface de la plante hôte) ou endophytes (résidant à l’intérieur de la plante
hôte, mais pouvant aussi survivre sur la surface des racines et dans le sol de la
rhizosphère)(Baldani et coll., 1997; Dobbelaere et coll., 2003). Rumpa et coll. (2008)
mentionnent que les endophytes peuvent coloniser en plus des racines, les tiges et les
feuilles. Il a été observé que les cultures de riz, de canne à sucre, de blé et de maïs peuvent
héberger de nombreuses BFN (Rumpa et coll., 2008). D’autres études font aussi mention
d’interactions entre des diazotrophes et des poacées (graminées) telles que le miscanthus
(Eckert et coll., 2001; Kirchhof et coll., 2001), l’herbe à éléphant (Reis et coll., 2001) et
45. 27
l’herbe Kallar (Malik et coll., 1997). Des biofertilisants ont été développés afin
d’augmenter la population de ces bactéries dans les systèmes de production comme celle du
panic érigé.
Les biofertilisants utiles à l’inoculation microbienne ont été décrits par
Vessey (2003) comme des substances contenant des micro-organismes qui lorsqu’appliqués
sur les semences, à la surface des plantes ou dans le sol, colonisent la rhizosphère ou
l’intérieur de la plante et favorisent la croissance en augmentant l’apport ou la disponibilité
en éléments nutritifs à la plante. Certains micro-organismes agissent grâce à différents
mécanismes de solubilisation des minéraux (ex. P) et/ou de fixation de N atmosphérique
(Fuentes-Ramirez et Caballero-Mellado, 2006; Somers et coll., 2004; Vessey, 2003).
2.5.1 Impacts d’une stratégie d’inoculation microbienne sur les cultures et sur leur
séquestration en carbone
La fixation biologique du N2 atmosphérique par des micro-organismes pourrait
jouer un rôle en réponse aux besoins nutritionnels du panic érigé en diminuant l’utilisation
des engrais pour le maintien ou l’augmentation de la productivité. Bien que 78 % de l’air
contient du N2 atmosphérique, les plantes non légumineuses à elles seules ne peuvent
l’assimiler sans les RFCP (Burris et Robertson, 1993). L’assimilation de N2 provient de la
conversion enzymatique du N2 atmosphérique par nitrogénase vers l’ammoniaque (NH3)
(Burris et Robertson, 1993; Robertson et Vitousek, 2009). Cette conversion peut être
décrite ainsi (Dixon et Kahn, 2004; Mylona et coll., 1995) :
N2 + 8 e + 8 H+
+ 16 MgATP → 2 NH3 + H2 + 16 MgADP + 16 Pi
Actuellement, il existe une faible compréhension des interactions entre les RFCP et
les plantes. Ce contexte s’applique aussi pour la culture de panic érigé. Certains auteurs ont
observé l’activité de l’enzyme nitrogénase présente normalement avec les bactéries au
niveau des racines et de la rhizosphère du panic érigé (Miranda et Boddey, 1987;
Tjepkema, 1975). Chez les légumineuses en association avec rhizobium, un complexe
46. 28
protéique (leghémoglobine) provenant de la plante protège, à l’intérieur de nodules,
l’enzyme nitrogénase sensible à l’oxygène (Beringer et coll., 1979; Burris et Robertson,
1993). Par la même occasion, les bactéries reçoivent des photosynthétats et en retour
fournissent le C nécessaire pour la fixation biologique de N (Beringer et coll., 1979;
Mylona et coll., 1995). Contrairement aux légumineuses, les plantes non légumineuses ne
possèdent pas de nodule où se déroule l’assimilation, il est alors possible que les processus
d’échanges de C se déroulent d’une autre façon. À cet effet, les exsudats racinaires
constituent une des principales sources de molécules utiles (énergie) pour les processus
métaboliques des RFCP. La fixation de N par les RFCP est limitée en raison de la grande
quantité d’énergie nécessaire pour ce processus et en raison de la compétition pour les
exsudats racinaires par les autres microorganismes (Martinez-Viveros et coll., 2010).
Bien que démontrés en conditions in vitro, les effets des RFCP en serre ou aux
champs restent très variables et les cultures peuvent nécessiter des ré-inoculation
(Martinez-Viveros et coll., 2010). Dans la plupart des essais, la densité recommandée en
cellules de l’inoculum est de 108
à 109
par millilitre pour obtenir un optimum de réponse en
terme de croissance des plants inoculés (Biswas et coll., 2000a et b;
Chaintruel et coll., 2000). Cette inoculation s’effectue généralement sur les semences
(Yanni et coll., 1997). Des études sur le sorgho, le maïs et le blé inoculés avec Azospirillum
ont démontré une séquestration de 5 kg N ha-1
an-1
(Okon et Lanbandera-Gonzalez, 1994).
Dans le même genre d’étude, Peoples et coll. (2002) évaluèrent la fixation de N à des
quantités variant entre 0 et 15 kg N ha-1
an-1
et Bottomley et Myrold (2007) entre <1 et 10
kg N ha-1
an-1
. Ces apports sont généralement sous forme de biomasse bactérienne morte ou
en déclin.
Enfin, en plus des effets possibles des apports de N sur les rendements en biomasse
aérienne, certaines études font mention des effets positifs de l’inoculation bactérienne sur le
développement racinaire durant les premières étapes de croissance des plantes
(Jensen et Hauggaard-Nielsen, 2003). Ce développement, chez les plants inoculés, serait
attribué à une plus grande croissance des méristèmes. Ce phénomène serait expliqué par
une augmentation de production en auxines, tel que l’acide indole 3-acétique et les
47. 29
cytokinines, par les bactéries (Dobbelaere et coll., 2003; Glick, 1995;
Lupwayi et coll., 2005).
2.5.2 Impacts d’une stratégie d’inoculation microbienne sur la dynamique du C du sol
Il a été vu que l’inoculation de plantes non légumineuses à l’aide de RFCP aurait le
potentiel d’influencer la séquestration en C de la biomasse aérienne et racinaire. L’impact
de ces bactéries sur le C du sol est sans doute moins évident. Suivant l’application de
RCFP, certains auteurs font mention i) d’augmentation de la disponibilité des éléments
nutritifs dans la rhizosphère, ii) de solubilisation des éléments nutritifs comme le
phosphore, iii) d’augmentation de la production de phytohormones, iv) de modulation des
concentrations en éthylène, v) d’induction d’autres symbioses bénéfiques à l’hôte et iv) de
combinaisons de modes d’action (Dobbelaere et coll., 2003; Glick, 1995). Ces facteurs
pourraient influencer la dynamique de transformation des amendements et des résidus de
biomasse en C organique du sol qui varie selon 3 facteurs : la quantité et la qualité de
l’apport, l’environnement physique et la structure de la communauté microbienne
(Swift et coll., 1979).
La composition de la communauté microbienne est importante en raison de son
influence sur la production d’enzymes responsables de la décomposition de substrats et par
ses impacts sur les cycles du C du sol (Chapin et coll., 2002). À cet effet, il semblerait que
le C aliphatique contenu dans l’humus du sol soit le produit de la décomposition de
polysaccharides extracellulaires ainsi que de protéines, de chitines et d’acides gras
hydrophobes à longues chaînes. Ces différentes substances comme les polysaccharides du
sol issus de la biomasse végétale ou microbienne pourraient jouer un rôle clé dans la
stabilisation des microagrégats du sol (Cheshire, 1979; Martin, 1971) et dans la protection
physique du C organique du sol contre la minéralisation (Poirier, 2007).
48. 30
2.6 Récapitulatif
Le panic érigé est une plante pérenne recommandée pour la production de biomasse
énergétique (REAP, 2012). Elle capte l’énergie solaire efficacement, nécessite peu
d’énergie fossile pour sa production, requiert peu d’intrants pour sa croissance et possède
une bonne conversion énergétique (REAP, 2012). Le cultivar Cave in Rock apparait
comme le meilleur choix en terme de rendement au Québec pour les zones ayant plus de
2250 UTM (Martel et Perron, 2008; Samson, 2007). Avec une teneur en C masse/masse
variant généralement entre 43 et 45 % (Liebig et coll., 2008), cette culture offre un bon
potentiel de rendement en C via sa biomasse aérienne et racinaire (Bransby et coll., 1998;
Girouard et coll., 1999b; Leibig et coll., 2008; Zan, 1998). De plus, le panic érigé pourrait
modifier la dynamique du C du sol (Frank et coll., 2004 ; Leibig et coll., 2008;
Nature Québec, 2009 ; Zan et coll., 2001).
Cette plante C4 est généralement amendée avec des engrais minéraux azotés. Ceux-
ci étant responsables de la libération de GES comme le N2O; NO2 et du soluté NO3 dans
l’eau. Le biochar dans le sol pourrait contribuer à réduire ces impacts environnementaux, à
bonifier le cycle du C et les propriétés du sol comme la CRE (Sohi et coll., 2010), la CEC
(Krull et coll., 2010; Liang et coll 2006), la ρb, mais n’apporterait pas suffisamment de
nutriments aux plantes. L’utilisation de RFCP pourrait s’avérer complémentaire pour
répondre aux besoins des plantes en éléments nutritifs (Rodriguez-Diaz et coll., 2008). La
figure 5, illustre les prémisses de l’étude.
49. 31
Figure 5: Présentation des prémisses à la base du projet de recherche.
Afin de valider la stratégie résumée par la figure 5, certaines hypothèses tenteront
d'êtres répondues.
50.
51. 33
3. Hypothèses et objectifs
À la lumière des éléments discutés dans la section 2, les hypothèses suivantes seront
vérifiées :
Hypothèses:
1. Le rendement en C apporté par la biomasse aérienne du panic érigé est plus élevé
pour les traitements amendés au biochar comparativement aux traitements non
amendés au biochar.
2. Le rendement en C apporté par la biomasse racinaire du panic érigé et l’apport de
carbone dans le sol est plus élevé pour les traitements amendés au biochar
comparativement aux traitements non amendés au biochar.
3. Les traitements d’inoculation des semences et d’amendement minéral azoté
augmentent le rendement en C du panic érigé comparativement au témoin non
inoculé et non amendé en N.
4. Les traitements d’inoculation des semences et d’amendement minéral azoté
augmentent l’apport en C au sol comparativement au témoin non inoculé et non
amendé en N.
Objectifs du projet :
Les objectifs du projet sont de :
1. Quantifier et comparer le rendement en C de la biomasse aérienne et racinaire du
panic érigé amendée avec les traitements: biochar (10 Mg MS ha-1
), fertilisation
minérale azotée (50 kg ha-1
) et inoculation microbienne.
2. Quantifier et comparer la variation du contenu en C du sol après 2 ans de culture
pour les mêmes traitements.
52.
53. 35
4. Matériel et méthodes
4.1 Site expérimental
Cette étude a été mise en place sur 2 sites expérimentaux, soit à la station de Saint-
Augustin-de-Desmaures de l’Université Laval (Lat. 46° 45’ 00’’ N- Long 71° 27’ 00” O) et
à la station de Sainte-Anne-de-Bellevue de l’Université McGill (Lat. 45° 24’ 23” N-
Long. 73° 57’ 04” O). Ces sites représentent 2 zones climatiques différentes du Québec
dans la région des basses terres du Saint-Laurent. Le site de Saint-Augustin-de-Desmaures
est caractérisé par un climat plus froid où le nombre d’UTM varie de 2300 à 2500
(CRAAQ, 2002). Comme le site de l’expérience est situé sur une terrasse basse près du
fleuve, il peut bénéficier d’un microclimat et d’une somme additionnelle d’UTM
(Gasser et Collin, 2004), mais qu’il est difficile de chiffrer. La station expérimentale de
l’Université McGill représente un climat plus chaud au Québec (2900-3100 UTM). Ce
mémoire se concentre sur les résultats du site de Saint-Augustin-de-Desmaures seulement.
L’étude pédologique de la ferme de Saint-Augustin-de-Desmaures fait état de la
caténa des séries de sols Tilly-Joly-Platon (Baril, 1975). La nature des dépôts superficiels à
l’origine des sols du site est constituée d’alluvions fluviatiles récentes, c’est-à-dire des
argiles et des limons déposés par le fleuve en phase mince sur le roc avec de rares petits
cordons de sable dus à certaines crues plus violentes du fleuve (Baril, 1975). Le sol du site
expérimental est un podzol de type loam sableux (Gasser et Collin, 2004). La granulométrie
des sols a été réalisée à partir d’échantillons de 50 g avec la méthode modifiée de
l’hydromètre de Bouyoucos par Gasser et Collin (2004). Le sol est composé de 55,6 % de
sable, de 24,9 % de limon et de 19,5 % d’argile. Le pH du sol a été obtenu par des analyses
d’échantillons réalisées par un laboratoire accrédité (Agroenvirolab). Le pH du sol a été de
6,1 en 2009 et de 6,4 en 2012 alors que le pH tampon est resté stable à 6,8 pendant cette
période. Les analyses de sol de la parcelle expérimentale sont présentées dans le tableau 8.
54. 36
Tableau 8: Analyses de sol provenant d’échantillons récoltés lors de l’année 2009
Matière
organique
CEC Aluminium Phosphore Potassium Calcium Magnésium
%
meq
100g-1 ppm Kg ha-1
4,1 18,1 1100 216 293 5472 291
Source: AgroEnviroLab
Le terrain est relativement plat, drainé par des fossés. Un gradient de mauvais
drainage et de texture apparaît du bloc 1 au bloc 4, les blocs étant tous alignés. Ce gradient
est considéré dans l’effet aléatoire du blocage. Les précédents culturaux étaient le soya en
2005, le maïs sucré en 2006, 2007 et 2008 et l’orge en 2009. Le panic érigé a été semé au
printemps 2010.
4.2 Plan expérimental
Le plan expérimental a été de type plan en tiroirs « split-plot » (Collin, 2011). En
parcelles principales, l’amendement en biochar a été effectué au taux de 10 Mg MS ha-1
. En
sous-parcelle, les 6 traitements ont été : une inoculation microbienne aidant à l’assimilation
du P (RFCP 1-P), une inoculation microbienne aidant à l’assimilation de l’azote (RFCP-N),
la combinaison des 2 inoculants (RFCP-N et 1-P), une fertilisation minérale azotée à demi-
dose (N1/2 = 25 kg ha-1
), une fertilisation minérale azotée à pleine dose (N = 50 kg ha-1
) et
enfin un témoin sans inoculation et sans azote. Les traitements ont été répétés 4 fois
correspondant au nombre de blocs. La dimension des parcelles expérimentales a été de
6 m x 1,62 m (9 rangs espacés de 18 cm), ce qui inclut la surface utile pour les chambres de
flux gazeux (0,75 m x 1,62 m). La surface moyenne en production de panic érigé a donc été
de 8,5 m2
.
Cette expérience a fait partie d’un projet global plus vaste. Pour des raisons de
logistique, seuls les traitements correspondant au témoin, à la fertilisation minérale azotée
de 50 kg N ha-1
et à l’inoculation microbienne RFCP-N, avec ou sans biochar, ont été
55. 37
retenus (annexe A, traitements illustrés en vert) pour l’évaluation de la biomasse racinaire
et de son rendement en C.
4.3 Amendement en biochar
Le biochar utilisé dans l’expérience provient de l’entreprise Pyrovac Inc. (Québec,
Canada) qui pyrolisa des écorces de bois résineux. Il n’est pas possible, en raison de la
fermeture de l’entreprise, de connaitre avec précision l’ensemble des matières premières
qui ont été utilisées pour sa fabrication. Il en est de même pour la température de pyrolyse.
Le biochar a été appliqué manuellement à la volée à un taux de 10 Mg MS ha-1
correspondant à une dose approximative de 20 Mg ha-1
de biochar humide. Le biochar a été
incorporé dans le sol à l’aide de râteaux (profondeur de 5-7 cm). Les teneurs en matière
organique et en C ont été évaluées par pertes au feu à 550°C pendant 16h avec paliers de
températures (CPVQ, 1997). Les valeurs de teneurs en C ont été calculées en assumant que
le C représente 72 % (masse/masse) de la matière organique (CPVQ, 1997). Les résultats
d’analyses indiquent une teneur en C de 63,7 %. La teneur en C obtenue pour le biochar
provenant de la pyrolyse, est semblable à celles obtenues par Collins (2008) qui varient
entre 60,5 à 80,0 % en C (tableau 6). En supposant que la teneur en C est homogène pour
tout le biochar utilisé, 6,37 Mg C ha-1
ont été épandus au sol à la suite de l’application de
10 Mg MS ha-1
de ce biochar. Plusieurs analyses ont permis de le caractériser (Lamarque,
2012). La masse volumique tapée est de 0,27± 0,01 g cm-3
et la masse volumique réelle de
1,57 ± 0,08 g cm-3
. Le pH à l’eau est de 6,74 ± 0,13 et le pH CaCl2 de 6,28 ± 0,05. La CEC
du biochar est d’environ 49,94 ± 0,28 cmol+/kg. La granulométrie du biochar est présentée
dans le tableau 9.
56. 38
Figure 6: Méthode d’épandage du biochar avant l’incorporation
Source : Pierre Gagné, 2010
Tableau 9: Granulométrie du biochar appliqué dans les parcelles principales
Taille Proportion sur l’ensemble Écart type
Microns %
>8000 0,40 0,78
8000-4000 5,13 0,66
4000-2000 14,26 0,62
2000-1000 18,03 1,07
1000-500 24,27 1,39
500-250 20,51 0,47
250-106 14,46 0,42
106-53 2,11 0,44
53-25 0,75 0,25
25-0 0,07 0,04
Source: Lamarque, 2012
4.4 Stratégie d’inoculation microbienne
Les RFCP concernés dans cette expérience pour la fixation de l’azote
atmosphérique sont un mélange de Paenibacillus polymyxa, Rahnella sp., Serratia sp. et
Pseudomonas sp. Plusieurs d’entre elles ont déjà été identifiées comme ayant un potentiel
d’amélioration de la croissance des plantes via la fixation biologique de N et d’autres
mécanismes (Lal et Tabacchioni, 2009; Mehnaz et coll., 2006; Pratibha et coll., 2010;
Shaharoona et coll., 2006). La dose de semis du panic érigé a été déterminée préalablement
57. 39
à 10 kg ha-1
. De la tourbe a été tamisée à 500 µm afin d’être ajoutée au taux de 8 g kg-1
de
semences pour améliorer l’adhérence des bactéries. Ces 2 portions ont été mélangées par un
brassage de type vortex dans des tubes plastiques de 50 ml. La suite de la préparation des
semences a été effectuée 24 h avant le semis sous une hotte à flux laminaire. Le ratio
d’inoculum de bactéries ajoutées a été de 1,5 l d’inoculum (107
jusqu’à 108
cfu ml-1
)
(Martinez-Viveros et coll., 2010) mélangé à 10 kg de semences contenant la tourbe. Par la
suite, la préparation a été uniformisée de nouveau par brassage de type vortex dans les
tubes. Cette opération a été réalisée sous une hotte à flux laminaire, afin d’éviter une
contamination potentielle et pour contrôler l’humidité du mélange. Les tubes ont été
conservés à température pièce pour une période de 24h. Le jour du semis, les tubes de
plastique ont été ouverts pendant une heure pour évacuer l’humidité restante. Ils ont été
ensuite refermés et mélangés de nouveau par vortex avant que le contenu soit transféré dans
des enveloppes destinées à être utilisées au champ pour le semis. Puisque nous n’avons pas
mesuré leur présence ni leur survie dans le sol, nous supposons que les bactéries ont
survécu à l’inoculation et se sont développées dans les sous-parcelles pour les années 2010
et 2011.
4.5 Amendement minéral
L’engrais 27-0-0 (nitrate d’ammonium calcique) sous forme granulaire a été
appliqué à la volée pour les 2 traitements. Les traitements de fertilisation azotée ont été
réalisés chaque année au moment du tallage du panic érigé.
4.6 Implantation du panic érigé
Suite à la revue de littérature, la variété haute-terre Cave in Rock a été choisie pour
ses qualités agronomiques dans le contexte de production québécois. Le semis a été
effectué le 11 juin 2010 avec un semoir expérimental Wintersteiger à une dose de 10 kg de
semences ha-1
. Les 9 rangs contenus dans les parcelles ont été espacés de 18 cm. Les
58. 40
différentes interventions liées aux aspects agronomiques du panic érigé sont résumées dans
les tableaux 16 et 17 (Annexe B).
4.7 Évaluation du rendement en C du panic érigé et de la variation du contenu en C
du sol
4.7.1 Échantillonnage et rendement en C de la biomasse aérienne du panic érigé
Trois échantillonnages de biomasse aérienne ont été complétés à l’automne 2010 et
2011 ainsi qu’au printemps 2011. À l’automne 2010, les plants de panic érigé ont été
coupés sur une longueur de 1 m à environ 7 cm du sol dans les rangs 2 et 8 à 1m de
l’extrémité de chaque côté (figure 7). Ces échantillons ont été pesés humides et ont été mis
au séchoir à 55 °C pendant 3 jours et ensuite pesés. La même opération a été réalisée à
l’automne 2011, mais sur une longueur de 1,5 m. Suivant les échantillonnages automnaux,
la récolte complète des parcelles a été réalisée au printemps 2011 à l’aide d’un récolteur de
modèle PH554 OHV, Hobbs à une hauteur de coupe d’environ 7 cm du sol.
Figure 7: Instrumentation et échantillonnage des traitements d’intérêt (figure non à
l’échelle)
59. 41
Lors de la récolte du printemps 2011, toute la superficie de chacune des parcelles en
production a été récoltée (8,50 m2
par parcelle). La biomasse aérienne du panic érigé a été
pesée et des échantillons de 300 g ont été prélevés pour déterminer le pourcentage
d’humidité. Ces échantillons ainsi que ceux des automnes 2010 et 2011 ont été utiles pour
évaluer les rendements et les teneurs en matière sèche et C. Il est possible que la méthode
d’estimation par quadrats des automnes 2010 et 2011 ait surévalué les rendements
comparativement à la méthode par récolte complète du printemps 2011. Pour évaluer les
pertes, 4 quadrats de 50 cm x 50 cm ont été utilisés, à la suite de la récolte du printemps.
Dans ces quadrats, le chaume du panic érigé a été coupé sur les 7 cm de hauteur restants.
Ces cadres ont été disposés dans 2 sous-parcelles par bloc de manière à obtenir 2 quadrats
pour le traitement biochar et 2 quadrats pour le traitement non biochar. Les sous-parcelles
ont été choisies aléatoirement à l’intérieur des parcelles principales. Les rangées 3, 4, 5
ainsi que 5, 6, 7 ont été sélectionnées à 1 m des extrémités lors de cette opération. En
complément, le panic érigé coupé, mais échappé par le récolteur a été ramassé sur
l’ensemble de la surface des sous-parcelles à l’aide de râteaux, pour évaluer les pertes à la
récolte. Nous supposons que les moyennes de biomasse récoltée dans les quadrats et à
l’aide de râteaux sont représentatives des pertes à la récolte et de la litière accumulée au sol.
Tous les échantillons provenant de la biomasse aérienne ont été séchés à 55°C
pendant 3 jours et ensuite pesés. Ils ont été ensuite entreposés aux frais et au sec jusqu’à
l’automne 2011. Par la suite, ces échantillons ont été séchés de nouveau et broyés à l’aide
d’un broyeur mécanique (Retsch, Newtown, SM 2000) avec un tamis de 1 mm. Ce broyat a
été séché à 70 °C pendant 24h avant d’être traité à l’aide d’un analyseur par combustion
(ThermoQuest CE Instruments, Hindley Green, NA-2500) selon la méthode de Pella et
Colombo (1973). Les teneurs en C de la biomasse ont été ensuite multipliées par les
rendements en MS (Liebig et coll., 2008). L’équation 1 représente l’approche utilisée pour
estimer la séquestration en C provenant de la biomasse aérienne exportable.
60. 42
(1)
Où :
SC : Séquestration en C contenu dans la biomasse exportable (Mg C ha-1
)
RD : Rendement de biomasse exprimé en matière sèche (Mg MS ha-1
)
TC : Teneur en C de la biomasse (Mg C Mg-1
MS)
La portion perdue, correspondant au panic érigé échappé lors de la récolte, ainsi que
le chaume et la litière ont été évalués indépendamment de la biomasse aérienne exportable,
afin de déterminer la séquestration moyenne en C de la biomasse laissée au sol. Pour cette
portion, la méthode de calcul a été la même que celle présentée à l’équation 1. La teneur en
C utilisée pour le calcul de la séquestration en C de la biomasse aérienne non exportée, a
été la moyenne de teneur en C de tous les traitements. Les calculs ont été effectués pour les
périodes d’automne et pour le printemps. Les séquestrations en C obtenues aux automnes
2010 et 2011 représentent le bilan de fin de saison de croissance. La biomasse aérienne
calculée par quadrat à l'automne ne considère pas les pertes en C pendant l’hiver, pendant
la récolte mécanisée du printemps et le C de la litière accumulée au sol pendant la
croissance. La récolte du printemps est davantage représentative du C exportable pour la
production d’énergie.
4.7.2 Échantillonnage et rendement en C de la biomasse racinaire du panic érigé
La biomasse racinaire du panic érigé a été évaluée à l’aide d’un échantillonnage
constitué de 8 carottes de racines qui ont été prises dans chaque parcelle correspondante au
témoin non fertilisé et au traitement N = 50 kg ha-1
et ce, pour les traitements avec ou sans
biochar (en bleu turquoise dans l’annexe A). Avant l’insertion de la tarrière dans le sol, un
désherbage manuel des plantes adventices a été effectué pour éviter la contamination des
échantillons racinaires. L’échantillonnage a été réalisé au début de novembre 2011 à l’aide
d’une tarrière de 8 cm de diamètre (Bolinder et coll., 2002). La moitié des prélèvements a
été prise sur les rangs 2 et 8 et l’autre moitié dans les entre-rangs à proximité, à une
profondeur de 0-15 et 15-30 cm (figures 7 et 8). La coupe des tiges de panic érigé associées
aux racines a précédé le carottage. Il est à noter qu’il y avait régulièrement présence de
61. 43
collets (base de la plante) à l’interface tiges racines pour les échantillons recueillis sur les
rangs. Les collets ont été coupés à environ 2,5 cm au-dessus du sol. Cette portion végétale
représente une partie importante de la masse racinaire des échantillons recueillis. Pour cette
raison, la comparaison statistique des séquestrations en C a été effectuée avec et sans cette
portion.
Figure 8: Tarrière utile au carottage et prélèvement des couches 0-15 et 15-30 cm de
racines
Le lavage des carottes a commencé par une opération de trempage pendant 16 h
dans une solution d’hexamétaphosphate de sodium (100 g l-1
). Chaque échantillon a été
trempé dans 500 ml de solution. Le premier lavage des carottes a été effectué à l’aide d’une
machine à élutriation hydropneumatique (Smucker et coll., 1982) en utilisant d’abord un
tamis grossier de 760 µm (Boehm, 1979), puis un tamis fin de 210 µm. Le cycle de
nettoyage a été répété au besoin. Par la suite, un tamis de 250 µm et une pince ont été
utilisés pour le nettoyage manuel des racines (figure 9).
La biomasse racinaire a été déposée sur un papier absorbant, séchée à 55 °C pendant
3 jours et pesée. Par la suite, les racines et les collets ont été broyés à l’aide d’un
pulvérisateur centrifuge (Retsch, Newtown, Brinkman) (figure 9) avant d’être analysés pour
leur contenu en C par combustion instantanée
(Thermo Scientific, Nepean, CN Eager 1112). Tel qu’indiqué par Janzen et coll. (2002), il
est possible que les résultats de teneur en C puissent avoir été biaisés par la contamination
par le sol ou par le biochar adhéré aux racines. Jansen et coll. (2002) proposent une
correction pour considérer ce biais qui peut diminuer les concentrations en C normalement
62. 44
situées entre 0,4 et 0,5 Mg C Mg-1
MS (Jenkinson, 1981 ; Schlesinger, 1997). Puisque les
résultats d’analyses en C des échantillons de racines récoltés se situèrent entre ces valeurs,
aucune correction n'a été appliquée. Il est considéré que les valeurs de teneur en C obtenues
sont représentatives de l’ensemble des racines du sol.
Figure 9: Lavage manuel (à gauche) et broyage des racines (à droite)
La méthode de calcul de la biomasse racinaire par surface de sol a été adaptée de la
méthode de calcul de Ma et coll. (2000) et est représentée par les équations 2, 3 et 4 :
(2)
Où :
DR : Densité racinaire (mg MS cm-3
)
MSR : Masse racinaire sèche (mg MS)
Rc : Rayon de l’échantillon de sol (cm)
Lc : Longueur de l’échantillon de sol (cm)
(3)
Où :
BR : Biomasse racinaire par unité de surface de sol (Mg MS ha-1
)
0,1 : Facteur de conversion pour les unités (afin d’obtenir un résultat en Mg MS ha-1
)
0,5 : Proportion de rangs et d’entre-rangs (Le calcul est fait pour le rang et l’entre-rangs)
63. 45
(4)
Où :
SC : Séquestration en C (Mg C ha-1
)
TC : Teneur en C des racines (Mg C Mg-1
MS)
La densité racinaire est obtenue par la quantité de racines sur le volume d’une
carotte prélevée (équation 2). Les densités ont été ensuite utilisées pour l’obtention de la
biomasse de racines par hectare (équation 3) pour les rangs et les entre-rangs qui ont été
ensuite additionnés ensemble. Enfin, pour déterminer la séquestration en C des racines par
surface, la biomasse racinaire a été multipliée par la teneur en C des racines (équation 4).
4.7.3 Estimation de la variation du contenu en carbone dans le sol
L’échantillonnage du sol a été réalisé aux printemps et automnes 2010 et 2011
(figure 7). Les périodes de récolte des échantillons ont été choisies pour évaluer un
changement du contenu en C du sol entre la fin de la saison de croissance et la fin de la
période hivernale (variation entre l’automne et le printemps). La collecte du printemps
2010 a été choisie pour représenter le temps zéro. Elle a été légèrement différente de la
méthode de collecte des 3 autres échantillonnages de sols en raison de l’absence du panic
érigé. Pour le printemps 2010, le point de prélèvement a été centralisé au milieu des
parcelles principales et réalisé à l’aide d’une pelle sur 4 intervalles de profondeur (0-5 cm;
5-15 cm; 15-30 cm et entre 30-45 cm). Le biochar n’ayant pas été encore appliqué à cette
période, les portions 0-5 et 5-15 cm des 2 parcelles principales ont été mélangés pour
chacun des blocs.
Les échantillonnages des automnes 2010 et 2011 ainsi que du printemps 2011 ont
été réalisés à l’aide d’une tarrière de 2 cm de diamètre sur une profondeur de 0-10 cm
(horizon Ap) à 3 endroits par parcelle (figure 10). Les 3 échantillons composites pris
aléatoirement dans les entre rangs du panic érigé ont été homogénéisés, conservés dans une
glacière et ensuite réfrigérés à 4 °C dans des sacs de plastique afin de limiter la dégradation
64. 46
microbienne, le séchage des échantillons, l’oxydation et la volatilisation (Schumacher,
2002).
Figure 10: Prélèvement des échantillons de sol pour déterminer la variation dans le temps
du contenu en C du sol
Préalablement aux analyses, le sol a été émietté à la main et séché à 55 °C pendant 3
jours. Les échantillons de sol ont été ensuite passés au tamis 250 µm avec un mortier avant
d’être séchés à 70 °C pour analyse du C par combustion instantanée (CN Eager 1112). Des
tests de teneurs en humidité du biochar ont permis d’établir une correction pour les valeurs
de teneurs en C. Il est à noter que les échantillons contenant des composés organiques
volatiles peuvent encourir certaines pertes en C lors du processus de séchage.
Schumacher (2002) indique que ces pertes sont généralement faibles (<1 % du C organique
total).
À la suite de l’obtention des résultats d’analyse, il a été possible d’établir la
dynamique du C en fonction des traitements et du temps. Le contenu en C à l’hectare dans
le sol a été calculé selon l’équation suivante (Ellert et Bettany, 1995) :
ρ (5)
Où :
Mc : Contenu en C par unité de surface (Mg C ha-1
)
65. 47
TC : Teneur en C (Mg C Mg-1
de sol)
ρb : Masse volumique apparente du sol (Mg m-3
)
E : Épaisseur de la couche de sol (m)
La ρb du sol a été obtenue à l’aide de la méthode du cylindre de
Blake et Hartge (1986). Les échantillons ont été pris à 2 profondeurs de l’horizon Ap (15 et
30 cm). Les cylindres de 6 cm de diamètre et 6 cm de longueur ont été recueillis sous la
végétation des sous parcelles de garde situées au nord des parcelles principales (biochar et
non biochar) des blocs 2, 3 et 4. En bref, 4 mesures de ρb ont été prises pour chacun de ces
blocs (figure 11). Étant donné qu’il y avait trop de racines et de collets près de la surface, il
n’y a pas eu de prélèvement de sol entre 0-10 cm. Nous supposons que les ρb à 15 cm sont
représentatives de la portion 0-10 cm utiles à l’évaluation du C du sol.
Figure 11: Prélèvement sous la culture des cylindres à 15 cm de profondeur dans le sol
4.8 Analyses statistiques
Le biochar et les autres traitements d’amendements ont été considérés comme des
effets fixes et les 4 blocs comme des effets aléatoires. Les résultats ont été comparés
statistiquement en utilisant le programme PROC Mixed (Littell et coll., 1996) avec le
logiciel SAS 9.2 (2008). Les résultats ont été considérés significatifs à une valeur de
P≤ 0,05. L’homogénéité de la variance des données a été vérifiée avec l’analyse des
résidus. À la suite de ces vérifications, les moyennes de séquestration en C des racines
(incluant les collets) ont été transformées en log base 10 et la variation du C des sols de
66. 48
2010 en x0,45
à la suite d'une utilisation d’une macro Box-Cox permettant de trouver la
meilleure transformation. Aucune des autres variables n’a subi de transformation.
67. 49
5. Résultats et discussion
5.1 Rendement en carbone de la biomasse aérienne
Les rendements en biomasse aérienne du panic érigé ont presque doublé entre
l’automne 2010 (6,22 Mg MS ha-1
) et l’automne 2011 (12,11 Mg MS ha-1
) (tableau 10).
Tableau 10: Rendements moyens en matière sèche de la biomasse aérienne selon différents
amendements
68. 50
En parallèle, la séquestration en C a suivi sensiblement la même évolution que le
rendement en MS passant de 2,85 Mg C ha-1
à 5,68 Mg C ha-1
pendant ces 2 années
(tableau 11) puisque le contenu en carbone de la plante était similaire.
Tableau 11: Rendement en carbone de la biomasse aérienne selon différents amendements
Ces résultats de rendement en biomasse et en C suivent les tendances observées par
Samson (2007) qui mentionnent que le panic érigé atteint 30 % de son potentiel de
biomasse à la première année, 70 % à la deuxième et 100 % à la troisième année. Les
résultats de la troisième année de croissance ne sont pas présentés ici. Le rendement moyen
en biomasse des deux années en fin de saison de croissance est de 9,16 Mg MS ha-1
et de
69. 51
4,26 Mg C ha-1
. Ce rendement en biomasse se situe dans les rendements moyens de
8 à 12 Mg MS ha-1
décrits par le CRAAQ (2008). De plus, le rendement en biomasse et en
C obtenu dans l'expérience est semblable aux résultats de Sharma et coll. (2003) pour Cave
in Rock qui ont obtenu 9,3 Mg MS ha-1
et 4,2 Mg C ha-1
. Les résultats obtenus à Saint-
Augustin-de-Desmaures sont cependant inférieurs à ceux de Zan (1998) et
Girouard et coll. (1999b) qui ont obtenu une moyenne de rendements d'environ
16 Mg MS ha-1
et 5,5 Mg C ha-1
. Cette différence peut s'expliquer sans doute en raison du
nombre d'UTM variant de 2900-3100 à Sainte-Anne-de-Bellevue comparativement à 2300
à 2500 pour Saint-Augustin-de-Desmaures (CRAAQ, 2002). Suivant la comparaison avec
la littérature, les résultats obtenus à Saint-Augustin-de-Desmaures semblent donc s'inscrire
dans les années de production moyenne pour un sol de type loam sableux avec un pH
adéquat de 6,4. Les mois de mai à juillet 2010 ont été cependant relativement secs en
comparaison de la moyenne de 30 ans (Annexe C).
Au cours de l'année 2010 et au printemps 2011, aucune différence significative n'a
été observée entre les traitements pour les rendements en biomasse et en C. Le biochar n’a
pas influencé le rendement durant toute la durée de l’expérience.
Les différences de MS et de rendement en C entre ces deux périodes peuvent sans doute
être justifiées par une différence dans les méthodes d’estimation utilisées (complète et
partielle) pour évaluer les rendements. Deux approches d'évaluations ont été utilisées afin
d'évaluer les pertes. Suivant la récolte complète du printemps, le panic érigé échappé par la
machine a été récolté à l'aide d'un râteau. La portion ramassée aux râteaux est de
0,46 Mg MS ha-1
équivalent à 0,22 Mg C ha-1
. En raison de la hauteur de chaume restant, la
litière accumulée au sol ne put être récoltée complètement à l'aide du râteau. Pour combler
cette lacune, des estimations à l’aide de quadrats sur 2 sous-parcelles par bloc ont été
réalisées. La biomasse moyenne accumulée sous forme de litière au sol et de chaume a été
calculée dans ces quadrats. Elle correspond à 2,06 Mg MS ha-1
soit 0,98 Mg C ha-1
. Les
pertes des portions récoltées au râteau jumelées aux extrapolations réalisées grâce aux
quadrats correspondent à 2,52 Mg MS ha-1
soit environ 1,19 Mg C ha-1
sous forme de
70. 52
pertes. Il est également possible que ces différences soient attribuées aux pertes survenues à
l’hiver et à la récolte.
L’observation des résultats en MS ou de séquestration en C permet de constater que
les pertes entre l’automne 2010 et celles du printemps 2011 sont généralement supérieures
aux pertes calculées avec le râteau et les quadrats. Cette différence peut être attribuable à la
dégradation du panic érigé pendant l’hiver. Samson (2007) souligne que l’hivernage du
panic érigé est associé avec la rupture des panicules et des feuilles causée par les vents
d’hiver et les tempêtes de verglas. Typiquement 20-30 % de la matière sèche totale peut
être perdue dans les champs pendant l’hiver. De plus, couper la biomasse aérienne au
printemps peut conduire à des pertes de récolte dues à son état sec et cassant
(Samson, 2007). Ces pertes sont difficilement quantifiable. Afin d'augmenter les
rendements récoltés, il serait pertinent d’évaluer l’impact d’une fauche avec mise en andain
à l’automne suivi d’une récolte au printemps.
En ce qui concerne l'automne 2011, une différence significative de rendements en
biomasse et en C a été observée pour la fertilisation azotée. Le traitement azoté de
50 kg N ha-1
a fourni environ 20-25 % plus de biomasse aérienne et de C que les autres
traitements. Le biochar et les bactéries n’ont pas augmenté les rendements. La figure 12,
illustre le rendement en C du panic érigé ayant reçu cet amendement minéral azoté. Les
résultats correspondent à la deuxième année de production.
71. 53
Figure 12: Rendement en C du panic érigé ayant reçu un amendement minéral azoté à la
deuxième année de production.
Source: Adapté de Zan, 1998 avec les données de ce mémoire.
La biomasse aérienne du traitement azoté représente un peu moins de 74 % de la
séquestration en C de la biomasse. Presque 1 Mg C ha-1
est retourné au sol sous forme de
litière et de chaume non coupé alors qu'environ 0,22 Mg C ha-1
a été échappé par la
machine lors de la récolte. L'obtention de rendements en biomasse et en C supérieurs suite
à l'application d'engrais minéral azoté est également observée dans la littérature. Les
résultats de Brejda (2000), obtenus sur 32 cultivars de panic érigé indiquent une
augmentation de croissance variant entre 0 et 6,2 Mg MS ha-1
, suivant différentes régis
d'amendements azotés. Mongeau et Perreault (2009) indiquent une augmentation de
croissance significative à la dose de 50 kg N ha-1
pour la deuxième année d’application
d'engrais minéral azotée, lorsque comparée au témoin. Ces mêmes auteurs indiquent que la
dose de 100 kg N ha-1
a permis d’atteindre un rendement supérieur à tous les autres
traitements, mais qu'en considérant le coût de l’engrais azoté (2009), les doses variant entre
50 et 75 kg N ha-1
ont permis d’atteindre un rendement économique optimal. L'absence
d'effet de l'azote minéral à la première année concorde également avec les informations
dans la littérature. Robert, 2008 mentionne que le panic érigé ne nécessite que de besoins
modestes pour s'établir, soit un peu de phosphate (P2O5) et de potasse (K2O) sur les sols
pauvres.
